Name: Métodos para el Estudio de la barbo pez cebra maxilar (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-11-23T16:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 30 s
Description: Aprenda el protocolo quirúrgico para amputar y estudiar la regeneración del barbo maxilar en Danio rerio. Este método permite analizar la morfología celular y los mecanismos regenerativos en biología del desarrollo.

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Estos métodos han sido desarrollados por EEL durante un permiso de investigación en el laboratorio de JT se prestó apoyo por la Universidad DePaul de Investigación del Consejo y un NIH / NIDCR R01 otorga a JT (DE016678). Agradecemos los esfuerzos de Hunter Caroline, técnico de cuidado de los animales en las instalaciones centrales CMRC pez cebra y Paulina Pawluczuk, nuestro asistente de laboratorio de grado.

Pez cebra cría Pez cebra son alojados y criados de acuerdo con los métodos estándar de 1. Pasado el período larval tarde, la etapa de desarrollo de un pez cebra puede ser medido por su longitud estándar (SL), o la distancia en línea recta en milímetros desde el punto más anterior del labio superior hasta la base de la aleta caudal (placa hipurales más posterior) 2. En aproximadamente un mes después de la fecundación (10-12 mm SL), las barbillas nasal y maxilar aparecen brotes epiteliales como transparente cerca de las fosas olfatorias y en las esquinas posteriores de los maxilares, respectivamente. Como el pez cebra madura, el barbo se extienden en estrecho, como barba-apéndices. Debido a que el maxilar barbos es más grande (2-3 mm) y más fácil de manipular, el protocolo sólo se aplica a este apéndice particular; técnicas similares, sin embargo, podría ser adaptado para los más pequeños barbos nasal. Barbo de recorte <ol><li> Anestesiar a adultos de pez cebra en la etapa deseada (por ejemplo., 1.5-2.5 cm SL, ~ 3-6 meses post-fecundación) por inmersión en el 0,015% de MS-222 (el 3-aminobenzoato metanosulfonato) tamponado a pH 7,0 en el agua del sistema. Observe los movimientos hasta que deje de nadar y ventilación de enmalle se vuelve más lenta y regular. Dependiendo del tamaño del pez, una anestesia completa tarda aproximadamente 2-5 minutos. </li><li> Usando una red de pesca del acuario, la transferencia de peces de 1-3 en un momento en que una hoja doblada de la toalla de papel húmeda en una placa de Petri. Usando una espátula roma, orientar a los peces por lo que son paralelos a cada lado lateral izquierdo y otra arriba. Parte de las veces la toalla de papel húmeda en la parte caudal de los peces, que cubre todo el cuerpo hasta el opérculo (branquias cubiertas) para mantener la piel y las branquias húmedas durante el procedimiento. </li><li> Ver la placa de Petri bajo el microscopio estereoscópico, con bajo ángulo de luz incidente para iluminar la zona de la cabeza. Se centran en la base de la izquierda del maxilar barbos, que sobresale de la parte posterior ventral del maxilar superior (Fig. 1). <img src="/files/ftp_upload/1558/1558fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. </li><li> Comprender bien el eje de la ligeramente distal al borde del maxilar barbos. Elevar el eje de barbos e insertar las fauces de una tijera de primavera de punta fina justo por encima de las pinzas. Las tijeras se puede tocar a las pinzas para la estabilidad. Deslice las fauces de las tijeras a lo largo del eje de la barbilla hasta la punta se acerca al borde del maxilar superior. Cerca de las tijeras para cortar a través del eje barbos. El barbo amputada, que aún esté sujeta con las pinzas, se puede quitar para la fijación o la observación más. </li><li> Inmediatamente la transferencia de los peces a un pequeño tanque de agua limpia del sistema (~ 500 ml) que contiene una gota de azul de metileno para el control de infecciones fúngicas superficiales. Permiten a los peces a recuperarse durante la noche. A la mañana siguiente, vuelta a los peces en el sistema de crianza. Barbo de la regeneración es máxima después de 2 semanas. </li></ol> Agar incrustación de pares coincidentes barbo <ol><li> Recoger los peces por la técnica de eutanasia adecuados y fijar en un tubo de 50 ml de paraformaldehído al 4%-tampón fosfato salino (PBS) con agitación a 4 ° C durante la noche. El volumen de fijador debe ser por lo menos diez veces el volumen del tejido. Después de la fijación, la eliminación de residuos de paraformaldehído en un recipiente aprobado y enjuague el tejido a fondo en varios cambios de PBS. </li><li> Preparar en un frasco de vidrio de 250 ml 150 ml de agarosa al 2% (T m ~ 37 ° C) en agua destilada. Calor con un microondas o una placa caliente, agitando periódicamente hasta que se disuelva. Equilibrar la solución fundida en un baño de 50-60 ° C el agua. </li><li> Montar un equipo de electroforesis en gel estándar mediante la colocación de un pequeño molde de gel de juntas (10 x 10 cm, aproximadamente 100 ml de volumen de gel) con firmeza contra los lados de la cámara de amortiguación. Añadir 2-4 dientes pequeños peines de la muestra (4 x 1,5 mm). </li><li> Sobre una superficie plana, verter la agarosa derretida en el molde para sólo cubrir la base de los panales, formando pozos muy poco profundos. Inmediatamente los restos de agarosa de nuevo en el baño de agua caliente, lo que se utilizará posteriormente para integrar el tejido (Pasos 9-12). Ponga una larga pipeta Pasteur de vidrio en el matraz para mantener la pipeta a la misma temperatura que la agarosa. </li><li> Deje que el gel para endurecer durante 20-30 minutos. Quitar los panales, luego retire el molde del gel que contiene el gel endurecido de la cámara de amortiguación. Firmemente la cinta de los lados abiertos del molde con cinta de gel de laboratorio por lo que el gel no se desliza. Esta cinta debe extenderse varios milímetros sobre la superficie de la agarosa, para que más de agarosa se puede agregar más adelante (Paso 13). </li><li> Coloque el molde del gel en el escenario de un microscopio estereoscópico. Ampliar un pozo vacío y llevar a los bordes en el foco. </li><li> Sobre la superficie del lado del bien de agarosa, una pipeta una gota de agua o un tampón que contiene las muestras de barbo fijo (por ejemplo, regenerar y control). Using pines doblados insectos, arrastre las muestras húmedas en el pozo y los empuja hacia el fondo. Orientar el barbo ejes paralelos entre sí y alineados en contra de lo contrario los bordes largos del pozo. Tensión de la superficie ayudará a mantener el tejido en su posición. </li><li> Cuando esté listo para insertar, utilice una pipeta de punta fina o la punta de un pañuelo de papel de laboratorio para eliminar el exceso de líquido del pozo. Trabaje con rapidez para no dejar que los tejidos se sequen. </li><li> Utilizando la pipeta Pasteur de vidrio caliente, con cuidado pipeta nueva agarosa fundida en y alrededor de las muestras para sellar el tejido de barbos en el lugar. No llene en exceso. Antes de la agarosa se endurece, hacer ajustes de última hora con las patas de insectos. </li><li> Coloque una etiqueta de papel ejemplar numerado al lado del bien y seguro que con una pequeña gota de agarosa. </li><li> Repita los pasos 6 a 10 para cada pozo de las muestras. </li><li> Si se desea para la calibración de la imagen, insertar una hoja de papel con una escala micrométrica impresos (por ejemplo, <a href="http://incompetech.com/graphpaper/multiwidth/">http://incompetech.com/graphpaper/multiwidth/</a> ) en el fondo de un pozo vacío. Alise el papel en el fondo del pozo y se cubre con agua tibia de agarosa. </li><li> Después de todas las muestras se insertan, la superficie del gel será irregular, con caídas endurecido de agarosa. Colocar el gel en una superficie plana y suavemente vierta adicionales agarosa derretida hasta que la superficie superior es uniforme. Use la menor cantidad de agarosa necesaria para obtener una superficie lisa, demasiado oscuro agarosa se transmite la luz de la fotografía. Permitir que esta capa superior se endurezca. </li><li> El gel puede ahora ser fotografiados en el escenario de un microscopio estereoscópico para registrar la morfología bruto para cada par de barbos. Calibración de la imagen se obtiene mediante la fotografía la escala del micrómetro incorporado. </li><li> El gel se puede almacenar todo envuelto en toallas de papel húmedas y selladas en una bolsa de plástico a 4 º durante varias semanas. </li><li> Para su posterior análisis, los bloques de agar que contiene par emparejado de barbos se puede cortar el gel con un bisturí o una navaja y procesados ​​para histología de parafina o muestras criostáticas por métodos estándar 3,4. Por otra parte, barbos individuales pueden ser diseccionados de la agarosa con agujas muy finas, se enjuagan en agua, y se procesaron para otras aplicaciones posteriores (por ejemplo, todo el montaje inmunohistoquímica o microscopía confocal). </li></ol>

<ol><li>Westerfield, M. Chapter 1 General Methods for Zebrafish Care. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWesterfield%2C+M+%22The+zebrafish+book.+A+guide+for+the+laboratory+use+of+zebrafish+%28Danio+rerio%29%22">The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio)</a>. , 4th ed., Univ. of Oregon Press. Eugene. (2000).</li>
<li>Howe, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standard+length%3A+Not+quite+so+standard%5BTitle%5D)+AND+%22Fisheries+Research+%28Amsterdam%29%22%5BJournal%5D)">Standard length: Not quite so standard.</a> Fisheries Research (Amsterdam). 56, 1-7 (2002).</li>
<li>Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paraffin+Embedding+Tissue+Samples+for+Sectioning%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">Paraffin Embedding Tissue Samples for Sectioning.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 6, (2008).</li>
<li>Westerfield, M. Ch 8.3 Agar Embedding for Cryostat Sectioning of Embryos or Larvae. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWesterfield%2C+M+%22The+zebrafish+book.+A+guide+for+the+laboratory+use+of+zebrafish+%28Danio+rerio%29%22">The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio)</a>. , 4th ed., Univ. of Oregon Press. Eugene. (2000).</li>
<li>Hansen, A., Reutter, K., Zeiske, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Taste+bud+development+in+the+zebrafish%2C+Danio+rerio%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Dyn%22%5BJournal%5D)">Taste bud development in the zebrafish, Danio rerio.</a> Dev Dyn. 223, 483-496 (2002).</li>
</ol>

El pez cebra maxilar barbos es un sistema de tejido subutilizadas para estudiar el crecimiento, mantenimiento y regeneración de varios tipos de células en el pez cebra. Aunque el apéndice barbo no tiene analogía humana, los tipos de células que contiene son altamente conservadas, lo que hace posible el estudio de la piel, las glándulas, los melanocitos, los vasos circulatorios y los nervios en una estructura cilíndrica ópticamente transparente y simple anatomía. Similar a la aleta caudal bien estudiado, el tejido barbos se puede inducir la regeneración de la amputación. Utilizando la frontera del maxilar como un hito anatómico, el avión amputación puede ser colocado con precisión, lo que facilita la medición de los barbos rebrote. Para un operador con experiencia, cada cirugía es sólo unos pocos segundos. La recuperación es rápida, y hasta ahora hemos detectado ningún efecto a corto o largo plazo en el comportamiento de los peces. Pez cebra con un maxilar barbos nadar, comer y reproducirse tan eficazmente como no quirúrgicos de control, y tienen una supervivencia comparable a la época de la recogida de tejidos, hasta 6 meses después de la cirugía. El impacto psicológico de esta cirugía prevé que sea mínimo porque 1) las papilas gustativas extraoral realizado en el barbo también se encuentran en muchas otras partes del epitelio de los peces, incluyendo los labios, las mejillas y la cabeza 5, y 2) diferenciar las papilas gustativas aparecen en el barbo regeneración dentro de las 72 horas (LeClair et al., datos no publicados). Esto hace que el maxilar barbos un sistema mínimamente invasivo para el estudio de la cicatrización de heridas, la revascularización y la reinervación en el contexto de un vertebrado adulto. Después de la inducción quirúrgica de la regeneración, barbos se pueden recoger en los intervalos de medición morfométrica y / o el análisis microscópico de tejido fijado. Convenientemente, el maxilar barbos es aproximadamente de la longitud (2-3 mm) y diámetro (100-200 mm) de un embrión de pez cebra, para facilitar la aplicación de muchos de los protocolos estándar, incluyendo la histología de parafina, muestras criostáticas, inmunohistoquímica todo el montaje, e in situ hibridación. En conjunto, estas características hacen que el maxilar barbos una muy factible en un modelo in vivo para el estudio de la reparación de tejidos y la regeneración.

Microscopio de Equipo Un microscopio estéreo con disección de transmisión y la iluminación incidente de fibra óptica se requiere para recortar el barbo y la incrustación de agar. Barbo de recorte <ul><li> Peces de agua del sistema </li><li> 2 tanques de pez cebra cruce </li><li> MS-222 (el 3-aminobenzoato metanosulfonato, Sigma Chemical # E10521-10G) </li><li> estéril de 120 mm placa de Petri </li><li> toallas de papel mojadas </li><li> espátula de metal contundente </li><li> Dumont # 55 Bio Inox Pinzas (Herramientas Artes Ciencia # 11255-20) </li><li> Mini-Vannas primavera tijeras (Herramientas Artes Ciencia # 15000-00) </li><li> azul de metileno agente antifúngico (Drs. Foster &amp; Smith # CD-905781) </li><li> pequeña red de pesca del acuario </li></ul> Tejido de recogida e incorporación de agar <ul><li> 4% de paraformaldehído en 1x tampón fosfato salino (PBS-PF), hasta alícuotas en tubos cónicos de 50 ml y congelar a -20 ° C </li><li> 1x tampón fosfato salino (pH 7,27 a 6) </li><li> 250 ml frasco de vidrio </li><li> Agarosa al 2% en agua destilada </li><li> estándar pequeña en gel de agarosa equipo de electroforesis (tamaño de gel = ~ 10 cm cuadrados) </li><li> pequeño peine de dientes electroforesis de la muestra (el tamaño de un peine de 4 x 1,5 mm) </li><li> baño de agua caliente (50-60 ° C) </li><li> laboratorio de la cinta </li><li> negro esmaltado alfileres de insectos, de tamaño 000 (Fina Ciencia Herramientas # 26000 a 25) </li><li> 02.01 titulares de pin (herramientas de Bellas Ciencia # 26.016-12) </li><li> De 9 pulgadas pipeta Pasteur de vidrio </li><li> pipeta de bulbo o la bomba </li><li> laboratorio de los tejidos </li><li> pequeñas etiquetas de papel </li><li> (Opcional) de calibración impresa escala </li><li> toallas de papel mojadas </li><li> zip de cierre de las bolsas de plástico </li><li> bisturí / hoja de afeitar (para cortar bloques de agar) </li></ul>

métodos para el estudio de la barbo pez cebra maxilar

Methods for the Study of the Zebrafish Maxillary Barbel

Barbos son apéndices de la piel sensoriales que se encuentran en los peces, reptiles y anfibios. El pez cebra, Danio rerio, desarrolla dos pares de barbillas, un par de cortos nasal y un par más largo del maxilar superior. Barbos tejido contiene células del ectodermo, mesodermo y el origen de la cresta neural, incluyendo células de la piel, las glándulas, las papilas gustativas, los melanocitos, los vasos circulatorios y los nervios sensoriales. A diferencia de la mayoría de los tejidos adultos, el maxilar barbos es ópticamente transparente, que nos permite visualizar el desarrollo y mantenimiento de estos tipos de tejidos en todo el ciclo de vida. Este video muestra el desarrollo temprano del maxilar barbos (a partir de aproximadamente un mes después de la fertilización) y demuestra un protocolo quirúrgico para inducir la regeneración en el apéndice de adultos (&gt; 3 meses después de la fertilización). En pocas palabras, el barbo superior izquierdo de un pez anestesiado se eleva con una pinza estéril, distal hasta el extremo caudal del maxilar superior. Un par de tijeras finas, primavera estéril se coloca en contra de las pinzas para cortar el eje de barbos en este nivel, estableciendo un punto de referencia anatómicos para el plano de la amputación. Crecimiento regenerador puede ser medido con respecto a este plano, y en comparación con el contralateral barbos. El tejido se regenera barbos rápidamente, alcanzando su máximo en el nuevo crecimiento de 2 semanas de la lesión. Técnicas de análisis del regenerado barbos incluyen la disección y la incrustación de pares de barbos (regenerarse y control) en los pocillos de un gel de electroforesis de ADN estándar. Especímenes incrustados están convenientemente fotografiados bajo un microscopio estereoscópico para la morfología y la morfometría bruto, y se puede almacenar durante varias semanas antes de que las aplicaciones posteriores como la histología de parafina, muestras criostáticas, y / o inmunohistoquímica montar todo. Estos métodos de establecer el barbo maxilar como una novela en el sistema de tejido vivo para el estudio de la capacidad regenerativa de los múltiples tipos de células en el contexto genética del pez cebra.

El pez cebra maxilar barbos es un órgano sensorial que contiene tegumentario ectodérmica, mesodérmica y derivados de la cresta neural. Es importante destacar que, el barbo adultos pueden regenerarse después de una amputación proximal. Este video presenta el desarrollo del maxilar barbos y demuestra un protocolo quirúrgico para inducir la regeneración, seguida por la imagen recogida, incorporación y posterior de las muestras barbos.

Métodos para el Estudio de la barbo pez cebra maxilar

Los barbillos son apéndices sensoriales cutáneos que se encuentran en peces, reptiles y anfibios. El pez cebra, Danio rerio, desarrolla dos pares de barbillos: uno nasal corto...

Los mármolos son una colección heterogénea de estructuras sensoriales presentes en anfibios, reptiles y peces. El pez cebra desarrolla dos pares de mármolos, un par nasal más pequeño y un par maxilar más grande. Estas apéndices transparentes pueden utilizarse para estudiar el desarrollo, mantenimiento y regeneración de varios tipos celulares del pez cebra.Este video presenta el desarrollo del mármol maxilar y demuestra un protocolo quirúrgico para inducir la regeneración. Las barbas se recolectan varios días o semanas después, seguidas del disección e inclusión de los tejidos regenerados y los controles. Hola, soy Elizabeth LeClair del Laboratorio LeClair en la Universidad DePaul, y soy Ya Chesky de la Facultad de Medicina Northwestern University y del Centro de Investigación del Hospital Infantil Memorial.Hoy les mostraremos algunos procedimientos para estudiar el mármol maxilar del pez cebra. Utilizamos estos procedimientos para estudiar el crecimiento y desarrollo del mármol del pez cebra. Así que comencemos.Aproximadamente entre 30 y 40 días posteriores a la fertilización, el barbillón maxilar aparece como una yema epitelial transparente cerca del ángulo ventral posterior del maxilar. A medida que el pez cebra madura, el barbillón se alarga formando una apéndice estrecho semejante a un bigote, de varios milímetros de longitud. El barbillón maduro contiene varios tipos celulares importantes, incluyendo células pigmentadas, células glandulares, botones gustativos, vasos circulatorios y nervios mielinizados.Lo mejor de todo es que el barbillón es transparente en todas las etapas de su desarrollo. Al igual que otros órganos del pez cebra, el barbillón maxilar puede regenerarse tras una amputación proximal. En esta sección, demostramos un procedimiento para cortar el barbillón en la base de la maxila.Esto también podría denominarse una ectomía unilateral. El día de la cirugía, prepare dos pequeños tanques con agua para peces, uno para la anestesia y otro para la recuperación. El tanque de anestesia contiene trica al 0,015 % tamponada a un pH de 7,0.En agua para peces, el tanque de recuperación contiene peces, agua y una gota de azul de metileno para controlar las infecciones fúngicas. Anestesie uno a tres peces cebra adultos por inmersión en el tanque de trica; observe hasta que cese el movimiento de nado y la ventilación branquial se vuelva lenta y regular. Dependiendo del tamaño del pez, la anestesia completa puede tardar entre dos y cinco minutos.Utilice una red para peces de acuario para transferir los peces a un trozo de papel toalla húmedo sobre una placa de Petri. Con una espátula roma, coloque los peces de forma que queden paralelos entre sí. Con el lado lateral izquierdo hacia arriba, doble una parte del papel toalla sobre los peces para mantenerlos húmedos.A continuación, observe la placa de Petri bajo el microscopio estereoscópico utilizando luz incidente de bajo ángulo para iluminar la cabeza. Enfóquese en la base del mármol maxilar izquierdo usando pinzas finas. Sujete firmemente el eje del mármol ligeramente distal al borde del maxilar.Levante el mármol e inserte unas tijeras de resorte de punta fina justo proximal a la pinza para mayor estabilidad. Las tijeras pueden tocar la pinza o, alternativamente, el fondo de la placa de Petri. Deslice las hojas de las tijeras a lo largo del eje del mármol hasta que el filo de corte se acerque al borde de la maxila.Corte a través del eje de mármol y retire el mármol amputado. Este tejido puede fijarse y analizarse por separado. Después de la cirugía, transfiera el pez al tanque de recuperación.Deje que los peces se recuperen durante varias horas hasta toda la noche y devuélvalos al sistema de cría. Espere de una a dos semanas para que ocurra la regeneración de las barbillas. En la siguiente sección le mostraremos cómo preparar el tejido de mármol fijado para su análisis.Este procedimiento comienza con canicas que han sido recolectadas y fijadas días, semanas o meses después de la cirugía. Enjuague el tejido fijado en una solución salina tamponada y seccione la canica regenerada del lado izquierdo de la cabeza. No olvide la barba derecha, que sirve como control para almacenamiento temporal.Pipetee cada par coincidente de canicas en una gota de solución salina sobre una placa de Petri. Cúbrala con una tapa y déjela sobre la mesa mientras usted se va. Prepare su gel calentando 150 mililitros de agarosa al 2% hasta que se disuelva completamente.Equilibre la solución en un baño de agua de 50 a 60 grados Celsius. A continuación, arme un equipo estándar de electroforesis en gel y agregue de una a cuatro pequeñas muescas como muestras. Vierta el agaros fundido en el molde para geles sobre una superficie nivelada, añadiendo solo la cantidad necesaria para formar unos pocos pozos muy poco profundos.Devuelva inmediatamente los aros sobrantes al baño de agua tibia. Introduzca una pipeta de pasteur de vidrio larga de modo que la pipeta alcance la misma temperatura que los aros. Después de que el gel se enfríe, retire los peines y luego el molde del gel.Para asegurar firmemente el gel, sujételo con cinta de laboratorio de su color favorito por ambos lados. La cinta debe extenderse varios milímetros por encima de la superficie de los aros para que más adelante se pueda verter agarosa adicional. Coloque el molde del gel sobre la platina de un microscopio estéreo. Aumente la imagen de un pozo vacío y enfoque sus bordes.Con una pipeta, coloque las canicas desde la placa de Petri sobre la superficie del gel adyacente al pocillo utilizando mangos equipados con alfileres de insecto doblados. Arrastre las canicas hacia el pocillo y empuje hasta el fondo. Alinee las pesas paralelas entre sí y contra los bordes largos del pocillo. Antes de incrustar, use una pipeta fina o un papel de laboratorio para eliminar el exceso de líquido.Utilizando la pipeta de vidrio calentada, agregue suavemente agarosa fresca fundida alrededor del tejido. Realice ajustes de último momento antes de que la agarosa se endurezca y no rellene en exceso el pocillo. Registre el número del espécimen añadiendo un pequeño trozo de papel numerado cerca del espécimen.Después de que todas las muestras estén embebidas, alise la superficie superior del gel vertiendo una capa delgada de aros sobre la parte superior. Utilice la menor cantidad posible para que el gel permanezca transparente para la fotografía. Una vez que el gel se haya endurecido, se puede fotografiar bajo un microscopio estéreo para registrar el tamaño y la forma de cada par de canicas y recopilar mediciones morfométricas para análisis posteriores.Se pueden cortar bloques de agar que contienen pares idénticos de canicas del gel con un escalpelo o una cuchilla de afeitar. Luego, estos pueden procesarse para histología en parafina o crioseccionado mediante métodos estándar. Alternativamente, se pueden diseccionar canicas individuales del agar con agujas finas enjuagadas con agua, y posteriormente procesarlas para otras aplicaciones posteriores, como inmunohistoquímica en montaje completo o microscopía confocal.Finalmente, todo el gel puede sellarse en una bolsa y almacenarse en frío. Los especímenes se conservarán durante varias semanas. Acabamos de mostrarle cómo observar y analizar el desarrollo y la regeneración del barbo maxilar.Es un sistema nuevo en pez cebra, por lo que hay mucho por descubrir. Gracias por ver este video y buena suerte con sus experimentos.

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Research

JoVE Journal

Biology

Imagen confocal Time-lapse es una técnica de gran alcance útil para caracterizar el desarrollo embrionario. Aquí se describe la metodología y caracterizamos la morfogénesis craneofacial de tipo salvaje, así como PDGFRA, Smad5 y smo embriones mutantes.

Analizando Craneofacial en la morfogénesis de pez cebra Utilizando 4D Microscopía Confocal

Debido a que muchos modelos de pez cebra de enfermedades neurológicas y no neurológicas se estudian en los peces adultos en lugar de el embrión / larvas, hemos desarrollado un ensayo cuantitativo regenerativa línea lateral que se puede aplicar a modelos de enfermedad de pez cebra adultos. El ensayo implicó resolución en el neuromast 1) y 2) los niveles de células cabello individual.

Un ensayo para la línea lateral de regeneración en adultos de pez cebra

El embrión de pez cebra es un excelente modelo para la investigación de la biología del desarrollo. Durante la embriogénesis, el desarrollo de pez cebra con una masa de yema, que presenta retos en tres dimensiones para la observación de muestras y análisis. Este protocolo se describe cómo crear dos dimensiones planas montar preparaciones de todo el montaje in situ (WISH), teñidas muestras de embriones de pez cebra.

Preparativos Piso en observación y análisis de embrión de pez cebra muestras teñidas por todo el montaje<em&gt; In situ</em&gt; La hibridación

El análisis de elementos finitos es una herramienta de uso frecuente para investigar el rendimiento mecánico de estructuras bajo carga. Aquí aplicamos su uso para modelar la biomecánica de la mandíbula del pez cebra.

La construcción de modelos de elementos finitos para investigar pez cebra mandíbula Biomecánica

Este manuscrito describe métodos para registros electrofisiológicos de neuronas espinales de embriones de pez cebra y larvas. La preparación mantiene las neuronas in situ y a menudo implica la disección mínimo. Estos métodos permiten para el estudio electrofisiológico de una variedad de neuronas de la médula, de la adquisición inicial de la excitabilidad eléctrica a través de las primeras etapas larvales.

El pez cebra<em&gt; In Situ</em&gt; Médula Espinal Preparación para Registros electrofisiológicos de Spinal Sensory y neuronas motoras

El objetivo de este protocolo es modificar la penetrancia de fenotipos mutantes esqueléticos letal en el pez cebra por cría selectiva. Mutantes letales no pueden cultivarse a la edad adulta y crían ellos mismos, por lo tanto este protocolo describe un método de seguimiento y selección de penetración a través de múltiples generaciones por prueba de progenie.

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Este manuscrito describe un método simple para medir el estrés de forma oral en el pez cebra adulto. El enfoque aprovecha la tendencia innata que el pez cebra prefiere la mitad inferior de un tanque cuando está en un estado estresante. También describimos métodos para acoplar el ensayo con farmacología.

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La claridad óptica es una gran ventaja para el trabajo biológico y fisiológico celular en el pez cebra. Se describen métodos robustos para medir el crecimiento celular en animales individuales que permiten nuevos conocimientos sobre cómo el crecimiento del músculo esquelético y los tejidos vecinos se integran con el crecimiento de todo el cuerpo.

Medición repetida y en tiempo real del crecimiento del músculo esquelético en peces cebra vivos individuales sometidos a actividad eléctrica alterada

Este protocolo describe la recolección y visualización de las escamas elasmoides del pez cebra durante la regeneración in vivo . Además, se presenta el cultivo ex vivo de estas escamas hasta 7 días después de la cosecha.

Regeneración de escamas de pez cebra en cultivo de escamas en su totalidad y ex vivo

El protocolo descrito aquí presenta un procedimiento simple y fácil de seguir para teñir y diseccionar cartílagos craneofaciales en una larva de pez cebra de 5 días de edad. Se puede utilizar para estudiar la anatomía, la forma y el tamaño de estas estructuras en diversas condiciones de desarrollo.

Disección de tejidos craneofaciales de pez cebra al teñirlos con azul alcián

Este trabajo describe un protocolo para cuantificar la forma del cartílago craneofacial utilizando software libre (tpsDigs2, MorphoJ y PAST) para medir cambios en la estructura facial en larvas de pez cebra.

Análisis morfométricos de la forma: la caja de herramientas de software de análisis para la cuantificación de formas craneofaciales en peces cebra

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Métodos para el Estudio de la barbo pez cebra maxilar

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