Name: RNA interferenza nelle zecche (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-01-20T19:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 6 s
Description: Impara la tecnica di RNA interference nelle zecche mediante iniezione di dsRNA per studiare la funzione genica. Questo metodo consente di analizzare parametri biologici e prevenire malattie trasmesse da zecche.

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Ringraziamo i membri del nostro laboratorio per le discussioni fruttuose e assistenza tecnica. Questa presentazione video è stato sostenuto dal Preside Associato per la Ricerca e il Dipartimento di Veterinaria Patobiologia, Centro per la Veterinaria Scienze della Salute, Oklahoma State University. La ricerca è stata finanziata dal Ministerio de Ciencia e Innovación, Spagna (progetto BFU2008-01244/BMC), il progetto CSIC intramurale PA1002451 di JF, Walter R. Sitlington Dotato Cattedra per la ricerca alimentare animale a KMK, CVHS 2009 RAC concessione, OAE Fondi sanità animale e USDA, Nazionale di Grant Research Initiative competitivi, n. 2007-04613.

1. Generazione di dsRNA. <ol><li> Sintetizzare primer oligonucleotidi contenenti sequenze promotore T7 per la trascrizione in vitro e la sintesi di dsRNA (ad esempio, per Dermacentor variabilis subolesin utilizzare primer oligonucleotidi D8AAT75: 5'-TAATACGACTCACTATAGGGTACTGACTGGGATCCCCTGCACAGT-3 'e D8DVT73: 5'-TAATACGACTCACTATAGGGTACTCGAGCTTGGTGGAAAGGACG-3'). </li><li> Amplificare gene bersaglio mediante RT-PCR utilizzando 10 pmol di ciascun primer oligonucleotidi e 1-10 ng di RNA totale tick. </li><li> Purificare il prodotto della PCR. </li><li> Sintetizzare dsRNA utilizzando 8 ml di prodotto purificato PCR. </li><li> Quantificare dsRNA mediante spettrometria. </li></ol> 2. Iniezione di zecche con dsRNA. 2.1. Preparazione di zecche per l'iniezione. <ol><li> In primo luogo, lavare le zecche in una serie di soluzioni agitando in ogni soluzione in una provetta da 50 ml per centrifuga monouso, decantazione la soluzione attraverso uno schermo sottile rete metallica sopra la parte superiore del tubo per mantenere le zecche. La sequenza delle soluzioni per le zecche lavaggio è l'acqua del rubinetto, il perossido di idrogeno al 3%, due lavaggi di acqua distillata, 70% di etanolo e altri due lavaggi con acqua distillata. </li><li> Blot-asciugare le zecche su carta assorbente. </li><li> Contare le zecche in gruppi da 20 a 50, a seconda della sperimentazione, posto le zecche di ogni gruppo in una tazza di 1,25 once di plastica con un coperchio a tenuta, arredata e un'etichetta con il numero del gruppo sperimentale. </li></ol> 2.2. Tick ​​squadra iniezione. Il team di RNAi è composto da tre persone: (1) una persona che ha posizioni di ogni segno di spunta sul doppio nastro adesivo apposto su un foglio di rosso per impronte dentarie, (2) una persona che inietta le zecche e (3) una persona che controlla le zecche dopo iniezione, respira di CO 2 sul zecche per attivarli e conta le zecche che vivono nelle tazze etichettata con il numero del gruppo sperimentale. Tutti i membri della squadra devono indossare guanti monouso. 2.3. Il posizionamento di zecche per l'iniezione. <ol><li> Cattura un segno di spunta utilizzando pinze Dumont bene e posizionarlo sul lato ventrale doppio nastro adesivo apposto su un foglio 3 "x 6" di rosso per impronte dentarie. Le zecche sono strettamente posizionati insieme in gruppi di 5 tick. </li><li> Mettere una piccola striscia di nastro adesivo sopra l'apparato boccale di tutte e 5 le zecche al fine di contenere ulteriormente, ma lasciando la maggior parte del corpo esposto in modo che il processo di iniezione può essere osservata dalla zecca iniettore (Figura 1). </li></ol> 2.4. Iniezione di zecche. <ol><li> Le zecche sarà iniettato nel quadrante in basso a destra della superficie ventrale della esoscheletro. </li><li> In primo luogo, forare un buco nella esoscheletro usando una siringa per insulina Monoject dotato di un ½ ", 29 gauge (Figura 2a). </li><li> Iniettare zecche immediatamente con 0,2-0,5 ml di soluzione dsRNA (5 x 10 10 - 5 x 10 11 molecole per mL) con una misura siringa Hamilton con un pollice 1, 33 gauge con un 45 ° smussato punto (Figura 2b) . L'ago deve essere inserito anche nella cavità tick per assicurare il posizionamento e la ritenzione del dsRNA. Alcuni fluido è probabile fuga dal sito di iniezione (figura 2c). Si deve prestare attenzione a non iniettare il zecche, che causerebbe la perdita di emolinfa e potrebbe causare la morte della zecca. </li><li> Pulire la siringa Hamilton dopo aver completato le iniezioni in ciascun gruppo sperimentale. prima di utilizzare per un altro gruppo sperimentale. Riempire la siringa prima da un bicchiere contenente acqua ossigenata al 3% e poi espellere in un contenitore dei rifiuti, e ripetere 15 volte. Riempire la siringa da un bicchiere contenente acqua sterile e poi espellere in un contenitore dei rifiuti, e ripetere 15 volte. Fare attenzione a non piegare lo stantuffo della siringa Hamilton perché, se piegato, il pistone non si muove senza problemi e rispondere al tocco gentile richiesta per l'iniezione di zecche. </li></ol> 2.5. Trattamento di zecche dopo l'iniezione. <ol><li> Sollevare il segno di spunta iniettato immediatamente dal doppio nastro adesivo con la pinza sottile e metterla in un contenitore di plastica di recupero (circa 6 "x 6" e circondata da nastro adesivo per evitare la fuga delle zecche). Le zecche saranno brevemente inattivo dopo l'iniezione, ma dovrebbe presto cominciare a strisciare intorno al piatto. </li><li> Respiro di CO 2 sul zecche subito dopo metterli nel contenitore di recupero per aiutare ad attivare le zecche. Una volta che le zecche sono striscianti e attivo, la ferita iniezione guarirà rapidamente e saranno molto probabilmente sopravvivere. </li><li> Contare le zecche in base al numero di ogni gruppo sperimentale e metterli in un bicchiere di plastica marcato con un coperchio a tenuta montato. Zecche sostituzione deve essere iniettato per sostituire qualsiasi che ogni morto prima di iniettare il prossimo gruppo sperimentale. </li></ol> 2.6. Tick ​​azienda. <ol><li> Posizionare il zecche in una camera umida (12 ore di luce: 12 ore fotoperiodo buio a 22-25 ° C e 95% rispetto humidità) e tenere premuto per 1 giorno. </li><li> Zecche posto in tick-alimentare celle, una per ogni gruppo sperimentale, incollato a una pecora e permettere loro di alimentare con un numero uguale di uninjected zecche maschio o femmina (a seconda del sesso non è stato iniettato). Zecche femminile che si nutrono a sazietà, quelli che vengono rimossi dalle pecore dopo 10 giorni di alimentazione o quando le femmine di controllo sono caduto fuori l'host sono raccolti e pesati. </li><li> Posizionare il zecche in cartoni, e tenere nella camera di umidità fino al completamento della deposizione delle uova. Valutare deposizione delle uova ponderando la massa di uova prodotte da tutte le zecche del gruppo. </li></ol> 2.7. Analisi del fenotipo tick dopo RNAi. <ol><li> Valutare tick fenotipo dopo l'alimentazione, determinando il numero di zecche che sono sopravvissuti, il peso zecca, deposizione delle uova e la fertilità delle uova. Tuttavia, altre analisi può essere eseguita a seconda del gene bersaglio e gli obiettivi dello studio. </li></ol> 3. Analisi per confermare silenziamento genico mediante RT-PCR. <ol><li> Sezionare ghiandole salivari e coraggio da zecche singoli gruppi di controllo iniezione e iniezione di dsRNA dopo la poppata. </li><li> Estrarre l'RNA totale da campioni di tessuto individuali. </li><li> Analizzare le trascrizioni gene bersaglio nei tessuti singole real-time RT-PCR e normalizzare i livelli di RNA contro le zecche rRNA 16S con il metodo genNorm (metodo DDCT come attuato da Bio-Rad iQ5 Standard Edition, versione 2.0). </li><li> Eseguire curve di dissociazione, alla fine della reazione per garantire che solo un amplicone è formato e che la denaturare ampliconi costantemente nella gamma stessa temperatura per ogni campione. </li><li> Confrontare i livelli di mRNA (normalizzato valori Ct) tra controllo iniezione e iniezione di dsRNA zecche utilizzando la Student `s t-test (p = 0,05). </li></ol> 4. Rappresentante dei risultati: Il protocollo qui descritto è stato utilizzato nel nostro laboratorio per RNAi in molte specie differenti zecche ixodid (Tabella 1). La quantità di dsRNA iniettato nel zecche varia con le dimensioni della zecca; specie di zecche più grande può ospitare un volume maggiore. Zecche controllo negativo deve essere iniettato con un dsRNA indipendenti. DsRNAs diversi come subolesin 14-19,22-25,27-32,34 e beta-actina 20,21 potrebbero essere utilizzati come controlli positivi. Si noti che è importante lavare la siringa tra i trattamenti per evitare la miscelazione di soluzioni dsRNA. Se il protocollo viene fatto correttamente, meno del 5% di mortalità dovrebbe essere ottenute con la procedura di iniezione dopo 24 ore. Un fenotipo tipico dopo knockdown gene nelle zecche è mostrato in figura 3 con un pannello di zecche iniettato con piscine di dsRNA in modo da schermo per tick antigeni protettivi. <table border="1"><tbody><tr><td> Tick ​​specie </td><td> dsRNA iniettato </td><td> Referenze </td></tr><tr><td> Ixodes scapularis </td><td> libreria di cDNA, subolesin, actina, nucleotidasi, NF-kB, akirin </td><td> 21, 22, 29, 30 </td></tr><tr><td> Dermacentor variabilis </td><td> subolesin, GST, ubiquitina, vATPase, selenoproteine ​​M e W2A, ematopoietiche staminali / progenitrici di proteine ​​come, subunità actina proteasoma 26S, ferritin1, varisin, akirin </td><td> 15, 19, 22, 24, 26, 30-32 </td></tr><tr><td> Dermacentor marginatus </td><td> subolesin </td><td> 22 </td></tr><tr><td> Amblyomma americanum </td><td> libreria di cDNA, subolesin, akirin </td><td> 17, 22, 30 </td></tr><tr><td> Amblyomma hebraeum </td><td> subolesin, voraxin </td><td> 28 </td></tr><tr><td> Rhipicephalus sanguineus </td><td> Rs86, subolesin </td><td> 22, 23 </td></tr><tr><td> Rhipicephalus Microplus </td><td> GST, ubiquitina, selenoproteina, Bm86, Bm91, subolesin, GI, GIII, EF1a, proteine ​​della seta flagelliform, von Willebrand fattore </td><td> 16, 18, 25, 27 </td></tr><tr><td> Rhipicephalus annulatus </td><td> ubiquitina, subolesin, EF1a, GIII </td><td> 16 </td></tr></tbody></table> Tabella 1. Tick specie in cui il protocollo RNAi è stato usato. <img src="/files/ftp_upload/2474/2474fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Posizionamento delle zecche, lato ventrale, sulla doppio nastro adesivo aderito a un foglio di colore rosso per impronte dentarie. Le zecche sono inseriti in gruppi di 5, dopo il quale una piccola striscia di nastro adesivo è posta sopra l'apparato boccale al fine di garantire ulteriormente le zecche, consentendo l'iniettore di osservare il corpo della zecca durante l'iniezione. <img src="/files/ftp_upload/2474/2474fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. La procedura di iniezione comprende (a) penetrante quadrante in basso a destra della zecca con un esoscheletro insulina syRinge con ago 29 gauge in modo da creare un sito di iniezione, (b) l'iniezione immediata del dsRNA in questo sito utilizzando una siringa Hamilton con un ago 33 gauge, che (c) molto probabilmente si tradurrà in una perdita di emolinfa tick / fluidi. <img src="/files/ftp_upload/2474/2474fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Un gruppo di zecca sei gruppi in cui è stato utilizzato per lo screening RNAi per gli antigeni tick di protezione Amblyomma americanum. I cambiamenti fenotipici in zecche possono essere visti se confrontato con il lato positivo subolesin RNAi di controllo e il controllo negativo dsRNA indipendenti. In questo esperimento l'effetto di RNAi sulla mortalità zecca, pesi, e la deposizione di ogni gruppo sono stati analizzati statisticamente.

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<li>Karim, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+genomics+tool%3A+gene+silencing+in+Ixodes+scapularis+eggs+and+nymphs+by+electroporated+dsRNA%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Functional genomics tool: gene silencing in Ixodes scapularis eggs and nymphs by electroporated dsRNA.</a> BMC Biotechnol. 10, 1-1 (2010).</li>
<li>Kocan, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transovarial+silencing+of+the+subolesin+gene+in+three-host+ixodid+tick+species+after+injection+of+replete+females+with+subolesin+dsRNA%5BTitle%5D)+AND+%22Parasitol.+Res%22%5BJournal%5D)">Transovarial silencing of the subolesin gene in three-host ixodid tick species after injection of replete females with subolesin dsRNA.</a> Parasitol. Res. 100, 1411-1415 (2007).</li>
<li>de la Fuente, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+the+tick-pathogen+interface+for+novel+control+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Biosci%22%5BJournal%5D)">Targeting the tick-pathogen interface for novel control strategies.</a> Front. Biosci. 13, 6947-6956 (2008).</li>
<li>Kurscheid, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+of+a+tick+RNAi+pathway+by+comparative+genomics+and+reverse+genetics+screen+of+targets+with+known+loss-of-function+phenotypes+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Evidence of a tick RNAi pathway by comparative genomics and reverse genetics screen of targets with known loss-of-function phenotypes in Drosophila.</a> BMC Mol. Biol. 10, 26-26 (2009).</li>
</ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Anche se altri metodi sono stati descritti per RNAi nelle zecche 14, 33, l&#39;iniezione di dsRNA qui descritto è il più utilizzato in entrambe le digiuno (Tabella 1) e nutriti zecche 16,25,34. RNAi ha dimostrato di essere un valido strumento per lo studio della funzione tick genica, la caratterizzazione del tic-patogeno interfaccia e lo screening e la caratterizzazione di antigeni tick di protezione 14,35. In particolare, la RNAi è diventato lo strumento più prezioso per l&#39;analisi funzionale nelle zecche 35. Metodologicamente, RNAi probabilmente evolverà in metodi più efficienti che possono permettere knockdown gene in un gran numero di individui. Il meccanismo di dsRNA indotta RNAi nelle zecche dovrebbe essere raffinato per contribuire ad una migliore comprensione e l&#39;utilizzo di questo approccio genetico in questa specie di 35,36. Il grado di off-target effetti della RNAi nelle zecche è anche una questione importante che deve essere pienamente affrontati 14,27. Infine, RNAi sarà molto probabilmente fornire contributi completa allo studio della regolazione genica e zecche biologia dei sistemi e il tic-patogeno interfaccia e possono avere un impatto sullo sviluppo di vaccini per controllare le infestazioni di zecche e la trasmissione di zecche patogeni.

<table><tbody><tr><td>Sistema Access RT-PCR</td><td>Promega</td><td>A1250</td><td></td></tr><tr><td>Kit di purificazione PCR Purelink</td><td>Invitrogen</td><td>K3100-02</td><td></td></tr><tr><td>Kit Megascript RNAi</td><td>Ambion</td><td>AM1626M</td><td></td></tr><tr><td>Cera rossa da dentista</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>72674</td><td></td></tr><tr><td>Bicchieri di plastica, 1,25 oz e coperchi</td><td>Solo Cup Company, Urbana Ill.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinzette fini</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>Varie</td><td></td></tr><tr><td>Siringa per insulina</td><td>Monoject</td><td></td><td>Dotata di ago da &amp;#189;&quot;, calibro 29</td></tr><tr><td>Siringa Hamilton</td><td>Hamilton</td><td>701SN,33/.375&amp;#8221;/45DGR</td><td>Realizzata su misura</td></tr><tr><td>TriReagent</td><td>Sigma</td><td>93289</td><td></td></tr><tr><td>Kit iScript One-Step RT-PCR con SYBR Green</td><td>Bio-Rad</td><td>170-8892</td><td></td></tr><tr><td>Sistema di rilevamento PCR in tempo reale</td><td>Bio-Rad</td><td>Varie</td><td>Consultare &lt;a href=&quot;http://www.bio-rad.com/">http://www.bio-rad.com/&lt;/a&gt;</td></tr></tbody></table>

rna interferenza nelle zecche

RNA Interference in Ticks

Le zecche sono ectoparassiti ematofagi obbligati degli animali selvatici e domestici e gli esseri umani, e sono considerati il secondo al mondo per le zanzare come vettori di malattie umane 1 e i vettori più importanti che riguardano l&#39;industria del bestiame in tutto il mondo 2. Le zecche sono classificate nella sottoclasse Acari, Parasitiformes ordine, sottordine Ixodida e sono distribuiti in tutto il mondo da Arctic alle regioni tropicali 3. Nonostante gli sforzi per controllare le infestazioni di zecche, ectoparassiti questi rimangono un serio problema per la salute umana e animale 4,5. Interferenza dell&#39;RNA (RNAi) 6 è un acido nucleico approccio inverso genetico che comporta interruzione di espressione genica per determinare la funzione del gene o il suo effetto su una via metabolica. Piccoli RNA interferenti (siRNA) sono le molecole effettrici della via RNAi che è iniziata da RNA a doppio filamento (dsRNA) e si traduce in un potente degradazione sequenza-specifica degli mRNA citoplasmatici contenenti la stessa sequenza come trigger dsRNA 7-9. Post-trascrizionale meccanismi di silenziamento genico iniziata da dsRNA sono stati scoperti in tutti gli eucarioti studiato finora, e RNAi è stata rapidamente sviluppata in una varietà di organismi come strumento per studi di genomica funzionale e altre applicazioni 10. RNAi è diventato il più utilizzato silenziamento genico tecnica zecche e altri organismi in cui approcci alternativi per la manipolazione genetica non sono disponibili o non sono affidabili 5,11. La caratterizzazione genetica delle zecche è stata limitata fino alla recente applicazione di RNAi 12,13. Nel poco tempo che RNAi è stato disponibile, ha dimostrato di essere uno strumento prezioso per studiare la funzione del gene tick, la caratterizzazione del tic-patogeno interfaccia e lo screening e la caratterizzazione di antigeni tick di protezione 14. Qui, un metodo per RNAi mediante iniezione di dsRNA in zecche digiuno è descritta. E &#39;probabile che la conoscenza acquisita da questo approccio sperimentale contribuirà notevolmente alla comprensione dei sistemi biologici di base e lo sviluppo di vaccini per controllare le infestazioni zecche e prevenire la trasmissione di zecche patogeni 15-19.

Un metodo per l&#39;interferenza dell&#39;RNA (RNAi) mediante iniezione di dsRNA in zecche digiuno è descritta. RNAi è il più utilizzato silenziamento genico tecnica zecche dove l&#39;utilizzo di altri metodi di manipolazione genetica è stato limitato.

RNA interferenza nelle zecche

Le zecche sono ectoparassiti ematofagi obbligati di animali selvatici, domestici e dell'uomo, e sono considerate i secondi vettori più importanti al mondo dopo le zanzare ...

L'obiettivo generale di questa procedura è dimostrare la tecnica di interferenza dell'RNA nei tick mediante iniezione. Questo viene ottenuto innanzitutto sintetizzando un RNA a doppio filamento del gene o dei geni di interesse. L'RNA viene quindi iniettato nei tick, che successivamente vengono mantenuti in una camera umidificata per 24 ore.Dopo questo periodo di attesa, ai tick viene consentito di nutrirsi su un animale come una pecora. Vengono determinati parametri legati all'alimentazione, come il peso, la muta e la posizione delle uova, nonché l'espressione del gene o dei geni bersaglio mediante R-T-P-C-R in tempo reale. In definitiva, è possibile ottenere risultati che dimostrano l'effetto del silenziamento dei geni bersaglio sulla biologia del tick, valutando i parametri biologici del tick e l'espressione genica mediante R-T-P-C-R in tempo reale.Il nostro gruppo lavora con le zecche, cercando di caratterizzare gli eventi molecolari all'interfaccia zecca-patogeno, al fine di utilizzare queste informazioni di base per sviluppare metodi di controllo dell'infestazione da zecche e della trasmissione di patogeni a esseri umani e animali. L'interferenza dell'RNA si è affermata come uno strumento essenziale in questa ricerca, poiché è l'unico metodo disponibile per la manipolazione genetica delle zecche. La funzione di molti geni delle zecche è sconosciuta.L'interferenza dell'RNA consente di definire il ruolo dei geni e dell'espressione genica nelle zecche in molti aspetti della loro biologia, tra cui accoppiamento, riproduzione, alimentazione, digestione, funzione delle ghiandole salivari e capacità delle zecche di trasmettere agenti patogeni. A dimostrare il procedimento sarà il gruppo di interferenza dell'RNA sulle zecche del nostro laboratorio, il dottor Ed Lewin, lo studente laureando Busby e io stesso. Per generare RNA a doppio filamento, sintetizzare innanzitutto primer oligonucleotidici contenenti sequenze del promotore T7 per la trascrizione in vitro dell'RNA.Ad esempio, la lesione varia nel centro del derma. Utilizzare i primer oligonucleotidici D eight A a T 75 e D eight DVT 73 mostrati qui. Amplificare il gene bersaglio mediante R-T-P-C-R utilizzando 10 picomoli di ciascun primer oligonucleotidico e da 1 a 10 nanogrammi di RNA totale di zecca.Successivamente, purificare il prodotto PCR. Quindi utilizzare otto microlitri o circa 100 nanogrammi per sintetizzare RNA a doppio filamento. Per preparare le zecche per l'iniezione, lavare innanzitutto le zecche nella seguente serie di soluzioni: acqua del rubinetto, perossido di idrogeno al 3%, acqua distillata due volte, etanolo al 70% e due lavaggi finali con acqua distillata.Eseguire ogni lavaggio in un tubo da centrifuga monouso da 50 millilitri agitando, quindi decantare la soluzione attraverso un setaccio in filo metallico a maglia fine. Lasciare asciugare gli zecchi su carta assorbente, quindi aliquotare gli zecchi in gruppi di 20-50 in base all'esperimento.Posizionare ogni gruppo in un bicchierino di plastica da 1,25 once con coperchio aderente ed etichettare ogni bicchierino con il gruppo sperimentale. Successivamente, formare un team per l'RNAi composto da tre persone che eseguiranno il processo di iniezione. La prima persona posiziona ogni zecca su un nastro adesivo doppio applicato su un foglio di cera rossa per odontotecnici di dimensioni 7,6 × 15,2 cm.La seconda persona inietta le zecche e la terza monitora le zecche dopo l'iniezione, soffiando anidride carbonica sulle zecche per attivarle e contando e trasferendo le zecche vive in contenitori etichettati con il numero del gruppo sperimentale. Tutti i membri del team devono indossare guanti monouso. Per iniziare il processo di iniezione delle zecche, catturare una zecca utilizzando pinzette fini di Dumont e posizionarla con il lato ventrale rivolto verso l'alto su nastro adesivo doppio applicato su un foglio di cera rossa per odontotecnici. Posizionare le zecche in gruppi di cinque. Applicare una piccola striscia di nastro adesivo sulle parti boccali di tutte e cinque le zecche.Per limitarne ulteriormente i movimenti, lasciare esposta la maggior parte del corpo in modo che l'iniettore possa osservare il processo di iniezione. Per iniettare la zecca, praticare un foro nel quadrante inferiore destro della superficie ventrale dell'esoscheletro utilizzando una siringa per insulina mono-eject dotata di ago da 29 gauge e mezzo pollice. Successivamente, iniettare immediatamente nelle zecche da 0,2 a 0,5 microlitri di soluzione di RNA a doppio filamento mediante una siringa Hamilton su misura e un ago da 33 gauge e un pollice con punta smussata a 45 gradi, inserendo bene l'ago nella cavità della zecca per assicurare il posizionamento e il mantenimento dell'RNA a doppio filamento.Anche se il liquido viene rilasciato dopo l'iniezione, il posizionamento profondo dell'ago garantisce che una quantità sufficiente di RNA a doppio filamento venga depositata nella cavità della zecca per indurre il silenziamento genico; si deve fare attenzione a non iniettare in eccesso. Iniettare le zecche, poiché ciò provocherebbe la perdita di emolinfa e la morte della zecca stessa. Immediatamente dopo l'iniezione, prelevare le zecche dal nastro adesivo doppio con pinzette fini e collocarle in un contenitore di recupero in plastica.I segni di spunta rimarranno brevemente inattivi dopo l'iniezione, ma dovrebbero presto iniziare a muoversi all'interno della piastra. Attivare i segni di spunta soffiando anidride carbonica su di essi. Una volta che i segni di spunta si stanno muovendo e sono attivi, la ferita da iniezione si rimarginerà rapidamente e molto probabilmente sopravvivranno.Contare le zecche in ciascun gruppo sperimentale e posizionare ogni gruppo in un bicchiere di plastica etichettato con un coperchio ben aderente. Sostituire eventuali zecche morte nel gruppo corrente prima di iniettare il gruppo sperimentale successivo. Pulire la siringa Hamilton prima di iniettare il gruppo sperimentale successivo riempiendola ed espellendo la soluzione con perossido di idrogeno fresco al 3%.15 volte, seguito da 15 lavaggi con acqua sterile. Prestare attenzione a non piegare lo stantuffo della siringa Hamilton, altrimenti lo stantuffo non si muoverà in modo uniforme e non risponderà al tocco delicato richiesto per l'iniezione nelle zecche. Dopo l'iniezione, collocare le zecche in una camera con un contenitore riempito di acqua e solfato di potassio, che mantiene un'alta umidità e le zecche per un giorno.Successivamente, posizionare singoli acari nelle celle di alimentazione incollate a un ovino e lasciarli alimentare insieme a un numero uguale di acari non iniettati, maschi o femmine, a seconda del sesso non iniettato. Raccogliere e rimuovere gli acari femmine dalla cella di alimentazione dopo che hanno completato l’alimentazione, per circa 10 giorni oppure quando le femmine di controllo si sono staccate dall’ospite. Incubare ogni gruppo di acari in una camera umidificata fino al completamento della deposizione delle uova. Valutare la deposizione delle uova per gruppo pesando la massa delle uova prodotta da tutti gli acari di un gruppo, al fine di valutare il fenotipo degli acari dopo l’alimentazione.Determinare il numero di zecche sopravvissute e calcolare il peso delle zecche, nonché la posizione delle uova e la fertilità delle uova. A seconda del gene bersaglio e degli obiettivi dello studio, possono essere eseguite altre analisi per confermare il silenziamento genico mediante R-T-P-C-R. Dopo l'alimentazione, dissezionare le ghiandole salivari e gli intestini da singole zecche appartenenti ai gruppi controllo iniettato e iniettato con R-N-A a doppio filamento, quindi estrarre l'R-N-A totale dai singoli campioni di tessuto.Analizzare i trascritti del gene bersaglio in singoli tessuti mediante R-T-P-C-R in tempo reale e normalizzare i livelli di RNA rispetto all'RNA ribosomiale 16 s della zecca. Utilizzando il metodo gene norm, eseguire curve di dissociazione alla fine della reazione per assicurare che venga formato un solo amplicone e che gli ampliconi si denaturino in modo costante nello stesso intervallo di temperatura per ogni campione; confrontare i valori di CT normalizzati per i livelli di mRNA tra le zecche iniettate con controllo e quelle iniettate con RNA a doppio filamento utilizzando il test T di Student.Il protocollo descritto qui è stato utilizzato nel nostro laboratorio per l'RNAi in numerose specie diverse di zecche esotiche. La quantità di RNA a doppio filamento iniettata nelle zecche varia in base alle dimensioni della zecca. Le specie di zecche più grandi possono accogliere un volume maggiore.I riferimenti possono essere trovati nella sezione scritta allegata al protocollo. Se il protocollo viene eseguito correttamente, meno del 5% di mortalità dovrebbe essere osservato a seguito della procedura di iniezione dopo 24 ore. Viene mostrato qui un fenotipo tipico dopo l'abbattimento genico nelle zecche, in cui un gruppo di zecche è stato iniettato con miscele di RNA a doppio filamento utilizzate per lo screening di antigeni protettivi per le zecche.In zecche esaminate mediante microscopia ottica, può essere osservata una degenerazione cellulare nei tessuti delle zecche. I cambiamenti fenotipici possono essere accompagnati anche da perdita di funzione. Ad esempio, l'RNAi di SUBIN produce maschi sterili che non possono accoppiarsi con successo con le femmine dopo l'interferenza dell'RNA e le zecche.Altri metodi possono essere utilizzati per determinare l'impatto del silenziamento genico sull'espressione genica e proteica e sulla biologia delle zecche, inclusi R-T-P-C-R in tempo reale, microscopia ottica, elettronica o confocale. Genomica o proteomica. L'interferenza dell'RNA può essere eseguita anche in colture cellulari di zecche e fornisce un metodo in vitro per lo studio delle interazioni tra cellule delle zecche e patogeni.

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Malattia di Lyme studi di ricerca spesso richiedono la generazione di zecche infette dal patogeno Borrelia burgdorferi, un processo che richiede in genere diverse settimane. Qui si dimostrano una microiniezione procedura basata infezione zecca che può essere compiuto entro poche ore. Abbiamo anche dimostrare un metodo di immunofluorescenza per la localizzazione in situ di B. burgdorferi in zecche.

Metodi per il trasferimento rapido e localizzazione di agenti patogeni malattia di Lyme All&#39;interno della Gut Tick

La malattia di Lyme è la più comunemente riportati vector-borne malattia in Nord America. L'agente eziologico, Borrelia burgdorferi è un batterio spirocheta trasmessa da zecche ixodid. Trasmissione e rilevamento di un'infezione in modelli animali è ottimizzata dall'utilizzo di alimentazione tick, che descriveremo qui.

Alimentazione di zecche su animali per trasmissione e Xenodiagnosis a Lyme Disease Research

La produzione di zecche allevate in laboratorio sano è essenziale per gli studi di biologia tick, tick e-patogeno interazioni. Qui mostriamo un semplice protocollo per l'alimentazione tick immaturo che è costo-efficace e meno stressante per i topi.

impennata<em&gt; Ixodes scapularis,</em&gt; Il Tick Black-legged: Alimentazione stadi immaturi sui topi

Nested PCR è una tecnica sensibile, specifica e semplice che può essere applicata a tick che DNA estratti per sonda per Borrelia burgdorferi, l'agente eziologico della malattia di Lyme. L'esperimento PCR iniziale utilizza gli iniettori di gene-specific per generare ampliconi lunghi, che poi diventano modelli per una successiva reazione utilizzando primers interna.

Rilevare il malattia di Lyme Spirochete, Borrelia Burgdorferi, in segni di graduazione utilizzando la PCR annidata

Qui presentiamo un protocollo di sequenziamento di nuova generazione per rRNA 16S che consente l'identificazione e la caratterizzazione delle comunità microbiche all'interno di vettori. Questo metodo prevede l'estrazione di DNA, amplificazione e codici a barre dei campioni mediante PCR, sequenziamento su una cella di flusso e la bioinformatica per abbinare i dati di sequenza filogenetica informazioni.

Tick Microbiome caratterizzazione ordinando Amplicon del rRNA 16S di prossima generazione

In questo studio, un sistema di alimentazione per le fasi ninfe e larval di zecca dura è stato sviluppato utilizzando una capsula attaccata al topo di laboratorio. La capsula di alimentazione è realizzata con materiali flessibili e rimane saldamente attaccata al mouse per almeno una settimana e consente un comodo monitoraggio dell'alimentazione delle zecche.

Un modello basato su capsule per l'infestazione di fasi di zecche dure immature su topi di laboratorio

Il presente protocollo descrive l'isolamento dei microRNA dalle ghiandole salivari delle zecche e dalle vescicole extracellulari purificate. Questa è una procedura universale che combina reagenti e forniture comunemente usati. Il metodo consente anche l'uso di un piccolo numero di zecche, con conseguente microRNA di qualità che possono essere facilmente sequenziati.

Isolamento di microRNA da colture di ghiandole salivari Tick Ex Vivo e vescicole extracellulari

Presentato qui è un metodo per alimentare le zecche in vitro tramite un sistema di membrana artificiale per consentire l'ingorgo parziale o totale di una varietà di fasi di vita delle zecche.

Alimentazione a membrana artificiale di zecche per Ixodes scapularis

Questo articolo presenta la metodologia per esporre l'uomo alla larva di Ixodes scapularis per la ricerca clinica. La tecnica è relativamente semplice, tollerabile dai volontari della ricerca e può essere modificata in base alle esigenze sperimentali. Tale ricerca che coinvolge soggetti umani deve essere condotta secondo protocolli di studio clinico approvati dalle autorità regolatorie competenti.

Un modello per l'esposizione sperimentale dell'uomo alle zecche larvali di Ixodes scapularis

Qui, presentiamo un protocollo per raccogliere saliva, emolinfa, ghiandole salivari e intestino medio, dopo la dissezione di una zecca nutrita individualmente, per studiare la localizzazione tessuto-specifica dei patogeni trasmessi dalle zecche per migliorare la comprensione della competenza del vettore e delle interazioni patogeno-microbioma.

Estrazione di saliva, emolinfa, ghiandole salivari e intestino medio da singole zecche (Acari: Ixodidae)

Questo metodo delinea lo sviluppo di un sistema di alimentazione del sangue con zecche in vitro che incorpora una camera stampata in 3D e una membrana in silicone fabbricata in laboratorio. Il sistema consente l'alimentazione artificiale delle zecche, consentendo un facile campionamento in varie fasi di alimentazione e utilizzando bassi volumi di sangue, fornendo uno strumento prezioso per studiare le zecche ixodidi.

Sangue di zecca che si alimenta attraverso una membrana artificiale su una camera stampata in 3D nella ricerca sulle zecche Ixodid

Impara la tecnica di RNA interference nelle zecche mediante iniezione di dsRNA per studiare la funzione genica. Questo metodo consente di analizzare parametri biologici e prevenire malattie trasmesse da zecche.

RNA interferenza nelle zecche

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