Name: Wizualizacja rentgenowska wewnątrzprzewodowego wlewu ablacyjnego na bazie etanolu w profilaktyce raka piersi w modelach króliczych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-09-12T14:40:00.000+00:00
Duration: 8 min 16 s
Description: Poznaj technikę wewnątrzprzewodowego wlewu ablacyjnego na bazie etanolu w profilaktyce raka piersi u królików z wykorzystaniem fluoroskopii. Metoda oferuje mniej inwazyjną alternatywę dla mastektomii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Prace te były częściowo wspierane przez grant National Cancer Institute R01 CA258314 dla LFS. Jesteśmy wdzięczni Centrum Medycyny Weterynaryjnej MSU za wykorzystanie ich systemów obrazowania i wiedzy technicznej (Luke Syperda i Susan Rosser), MSU Campus Animal Resources za pomoc techniczną (Rebecca Winget) oraz głównej placówce MSU Precision Health Program Tissue Analysis oraz Centrum Ilościowej Analizy i Mapowania Bioelementów MSU (QBEAM) za pomoc techniczną.

Wszystkie opisane eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Instytucjonalną Komisję ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Wykorzystania na Uniwersytecie Stanowym Michigan. Króliki (Oryctolagus cuniculus) były opiekowane zgodnie z Przewodnikiem opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych oraz ustawą o dobrostanie zwierząt USDA w placówce akredytowanej przez AAALAC.
UWAGA: Metodę tę przeprowadzono na dziewiczych (nieródek) i emerytowanych hodowcach (wieloródek) nowozelandzkich białych zwierzętach w różnym wieku (od 4 miesięcy do > 1 roku) i wadze (2,6 do 4,2 kg) pozyskanych ze źródeł komercyjnych. Z naszego doświadczenia wynika, że wielkość zwierzęcia określona na podstawie wagi jest bardziej wiarygodna niż wiek zwierzęcia w przewidywaniu wielkości strzyków. Ogólnie rzecz biorąc, zwierzęta o wadze powyżej 3,3 kg mają odpowiednie strzyki do kaniulacji. Opisany poniżej protokół koncentruje się na zwierzętach dziewiczych w wieku 4-5 miesięcy i wadze powyżej 3,3 kg, ponieważ są one bardziej odpowiednie do długotrwałej skuteczności, gojenia się ran, toksyczności i badań bezpieczeństwa.
1. Przygotowanie przedoperacyjne
<ol>
	<li>Zwierzęta w nowym obiekcie należy zaaklimatyzować przez co najmniej 1 tydzień po przyjeździe, szczególnie w przypadku zwierząt przeznaczonych do zabiegów rekonwalescencji i badań długoterminowych. W pierwszym tygodniu codziennie monitoruj/sprawdzaj króliki i dostarczaj im smakołyki, wzbogacanie składników odżywczych zgodnie z zaleceniami wytycznymi instytucjonalnymi, aby pomóc w procesie aklimatyzacji.</li>
	<li>Zdobądź królika (~ 4 miesiące New Zealand White) z zatwierdzonego obiektu trzymania. Przed zabiegiem należy zanotować masę ciała. UWAGA: Masę ciała można zarejestrować dzień przed zabiegiem w celu przygotowania wymaganych obliczeń do znieczulenia. Mogą być również stosowane hodowcy na emeryturze (> 1 roku życia, > 3,5 kg), ponieważ mają większe strzyki i pozwalają na łatwiejsze kaniulowanie poszczególnych kanalików (ryc. 3). Z tych powodów emerytowani hodowcy mogą być wykorzystywani we wstępnych eksperymentach w celu zapoznania się i optymalizacji procedury wewnątrzprzewodowej.</li>
	<li>Wstrzyknąć domięśniowo 35 mg/kg ketaminy i 5 mg/kg ksylazyny 20 minut przed podaniem izofluranu w celu uspokojenia zwierzęcia. UWAGA: Znieczulenie podaje się w zależności od masy ciała królika, a zakresy dla każdego leku są następujące: 15-35 mg/kg dla ketaminy i 2-5 mg/kg dla ksylazyny. Upewnij się, że zwierzę jest uspokojone przed przejściem do usuwania sierści i intubacji. Ma to na celu dobro i bezpieczeństwo zwierząt i personelu. Po potwierdzeniu sedacji, królika można następnie ułożyć grzbietowo na stole obrazowym/operacyjnym.</li>
	<li>Wstrzyknąć 5 mg/kg ketoprofenu podskórnie w celu znieczulenia po wystąpieniu klinicznych objawów uspokojenia (tj. spokojnego zachowania i częściowo zamkniętych i różowych oczu). UWAGA: Analgezja jest podawana w zależności od masy ciała królika, a zakres ketoprofenu wynosi 2-5 mg/kg.</li>
	<li>Zaintubuj królika odpowiednim sprzętem (np. rurką dotchawiczą lub urządzeniem do udrażniania dróg oddechowych) i podłącz do urządzenia do izofluranu (1-2% izofluranu, 1,0 l/min tlenu), który został odpowiednio przetestowany i certyfikowany do znieczulenia królika. Uważnie monitoruj oddech zwierzęcia, aby upewnić się, że znieczulenie jest utrzymywane na poziomie 1-2% izofluranu. Monitoruj królika pod kątem saturacji tlenem za pomocą SpO2, tętna, częstości oddechów i temperatury przez cały czas trwania zabiegu. UWAGA: Rozmiar rurki intubacyjnej zależy od wagi i wielkości królika. Jednak zakres rozmiarów nie zawsze jest dokładny, dlatego pomocne jest posiadanie różnych rozmiarów, aby zobaczyć, który z nich najlepiej pasuje do tego konkretnego królika. Maska nosowa może być również używana zamiast rurki dotchawiczej do celów anestezjologicznych17, mając na uwadze, że maska ta nie zapewnia ochrony dróg oddechowych zwierzęcia zapewnianej przez intubację. Koce cyrkulacyjne z ciepłą wodą (koce ocieplające) ustawione na 37°C umieszcza się pod ręcznikami, aby utrzymać temperaturę ciała królika.</li>
	<li>Umieścić i zabezpieczyć cewnik żylny 25 G w żyle ucha brzeżnego, aby umożliwić awaryjne podanie leku. UWAGA: W zależności od wielkości żyły królika można użyć zakresu miernika od 24 do 26.</li>
	<li>Nałóż lubrykant do oczu na oba oczy, aby zapobiec podrażnieniu oczu i wysuszeniu rogówki.</li>
	<li>Ogol futro wokół drugiej i trzeciej pary strzyków za pomocą elektrycznej maszynki do golenia. Użyj aplikatora z bawełnianą końcówką, aby rozprowadzić krem do depilacji na obszarze strzyka. Pozostaw krem do kontaktu z obszarem przez 15 sekund. UWAGA: Należy zachować szczególną ostrożność, aby nie uszkodzić smoczków maszynki do golenia. Bezprzewodowy odkurzacz może być również używany do pomocy w utrzymaniu czystości w obszarze zabiegu.</li>
	<li>Zwilż gazik sterylną solą fizjologiczną i użyj go do spłukania kremu i poluzowania sierści zwierzęcia po 15 sekundach od nałożenia kremu do depilacji. Upewnij się, że masz dobrą widoczność i dostęp do obszaru smoczka, z którego usunięto sierść. W razie potrzeby czynność powtórzyć. UWAGA: Krem powinien pozostać na króliku przez jak najkrótszy czas, od 10 do 30 s i zostać całkowicie usunięty, aby uniknąć oparzeń chemicznych skóry.</li>
</ol>
2. Wlew wewnątrzprzewodowy
<ol>
	<li>Przygotować roztwór ablacyjny, mieszając odpowiednie objętości z roztworów podstawowych w sterylnych warunkach w kapturze do hodowli tkankowych BSL2. UWAGA: Joheksol (350 mg jodu/ml) należy przechowywać w ciemnym miejscu ze względu na wrażliwość na światło. Podczas tego eksperymentu zastosowano szereg stężeń EtOH. W celu zbadania innych wartości procentowych EtOH należy rozcieńczyć roztwory podstawowe do niezbędnego stężenia roztworu ablalacyjnego. Aby utrzymać to samo stężenie jodu w roztworze ablacyjnym z różnymi procentami EtOH, PBS lub sterylną wodą można użyć do uzupełnienia różnicy objętości.</li>
	<li>W tym przykładzie przygotuj świeży roztwór ablacyjny 10% EtOH, 280 mg jodu/ml joheksolu, 1% barwnika spożywczego w probówce o pojemności 5 ml. Aby uzyskać końcową objętość 5 ml, dodaj 4 ml bulionu joheksolowego (350 mg jodu/ml), 500 μl 100% EtOH (200 proof), 450 μl PBS, 50 μl bulionu niebieskiego barwnika spożywczego. UWAGA: Każde drzewo kanałowe może być wypełnione do 400 μl, ale zazwyczaj 250-350 μl dla zwierząt poniżej 3,5 kg. Evans Blue do 0,2% może być stosowany zamiast barwnika spożywczego. Błękit Evansa może być preferowaną opcją, jeśli planowane jest przeprowadzenie analizy całego mocowania lub innych tkanek bezpośrednio po infuzji (infuzjach).</li>
	<li>Usuń martwy naskórek, który zakrywa otwory kanałowe, za pomocą cienkich spiczastych kleszczy. UWAGA: Króliki mogą mieć zrogowaciały czop wystający ze smoczka, który może uniemożliwić pomyślną kaniulację, jeśli nie zostanie usunięty. Miejscowo lidokainę można również stosować wokół smoczka, aby zminimalizować podrażnienie wokół miejsca wstrzyknięcia (Tabela 1).</li>
	<li>Przetrzeć miejsce infuzji gazikami z chlorheksydyną. UWAGA: Chlorheksydyna jest stosowana jako środek czyszczący do dezynfekcji miejsca wstrzyknięcia przed kaniulacją (Tabela 1).</li>
	<li>Włożyć skos igły 28 G (długość: 12,7 mm) z boku smoczka i powoli wstrzyknąć 200 μl 0,9% soli fizjologicznej z szybkością 200 μl/min. Pozwala to na lepszą wizualizację otworów kanałowych. UWAGA: Nie wszystkie 200 μl soli fizjologicznej może wymagać wstrzyknięcia do smoczka; Należy przerwać wstrzykiwanie, gdy zobaczy się, że sól fizjologiczna wydostaje się z jednego lub więcej otworów przewodowych.</li>
	<li>Odessać 1 ml przygotowanego roztworu ablacyjnego za pomocą strzykawki Luer lock o pojemności 1 ml. Przymocuj strzykawkę do żeńskiego, "skrzydlatego" końca 12-calowej linii przedłużającej męsko-żeńskiej. Ostrożnie przymocuj igłę z końcówką 27 G (długość: 12.7 mm) do męskiego końca przedłużacza. Zagruntować linię roztworem. Wytrzeć igłę gazikiem nasączonym alkoholem. Należy również pamiętać, aby nie przechylać strzykawki z roztworem ablacyjnym, ponieważ może to spowodować tworzenie się pęcherzyków powietrza. UWAGA: Są to zalecane objętości mające na celu pełne wypełnienie drzewa (drzew) przewodowych: do 300 μl w każdym drzewie i do 1,2 ml na gruczoły sutkowe szyjki macicy i/lub pachwinowe (1. i 4. para), do 400 μl w każdym drzewie i do 1,6 ml na gruczoły piersiowe i/lub brzuszne (2. i 3. pary). W przypadku innych zastosowań właściwe może być użycie mniejszych lub większych objętości w oparciu o wymagania eksperymentalne i/lub wskazówki dotyczące fluoroskopii, aby uniknąć przepełnienia drzewa kanałowego. Przedłużacz pozwala na większą kontrolę natężenia przepływu oraz na jednoczesną infuzję i obrazowanie fluoroskopowe na żywo. Dla porównania, zalecane objętości wlewu doprzewodowego w modelach mysich w wieku 9-12 tygodni4 wynoszą: do 30 μl w gruczołach sutkowych szyjnych i pachwinowych oraz do 50 μl w gruczołach piersiowych i brzusznych oraz modele szczurze5: do 100 μl w odcinku szyjnym i pachwinowym oraz do 300 μl w gruczołach sutkowych klatki piersiowej i brzusznej.</li>
	<li>Użyj lampy powiększającej 10x, aby pomóc w zlokalizowaniu otworów kanałowych. Delikatnie przytrzymaj smoczek palcami i wprowadź igłę do otworu kanałowego. Delikatnie kontynuuj wkładanie igły z końcówką 27 G, aż końcówka całkowicie znajdzie się w smoczku. Aby umieścić igłę w smoczku, należy podnieść smoczek w kierunku igły, zamiast wciskać igłę w smoczek. Uważaj, aby podążać ścieżką otworu kanałowego. UWAGA: U niektórych królików możesz odczuwać opór podczas próby włożenia igły do otworu smoczka. Ostrożnie lekko dociśnij, aby przebić się przez górną warstwę komórek nabłonka. Z naszego doświadczenia wynika, że urządzenie powiększające jest wymagane, aby wyraźnie zidentyfikować otwór kanałowy do kaniulacji. Może to być lampa powiększająca, soczewka, lupa lub podobne urządzenie.</li>
	<li>Powoli wlewać 300 μl roztworu ze stałą szybkością około 200 μl/min po całkowitym wprowadzeniu igły. Odczekaj 30 s po infuzji, aby usunąć igłę z kaniulowanego drzewa; Dzięki temu wstrzykiwana objętość pozostaje w drzewie kanałowym i zmniejsza prawdopodobieństwo wycieku. UWAGA: Zazwyczaj jeden badacz kaniuluje i trzyma igłę, podczas gdy drugi badacz trzyma strzykawkę i popycha tłok z pożądaną szybkością. Pompa strzykawkowa może być używana w celu uzyskania bardziej kontrolowanego natężenia przepływu, ponieważ nagłe zmiany szybkości infuzji mogą spowodować pęknięcie lub uszkodzenie drzew przewodowych.</li>
	<li>Oczyść rozlany roztwór zwilżoną gazą lub chusteczką EtOH, aby uniknąć obcego roztworu kontrastowego na obrazach.</li>
</ol>
3. Obrazowanie fluoroskopowe
<ol>
	<li>Wykonaj obrazy fluoroskopowe po wstrzyknięciu każdego drzewa przewodowego. Parametry fluoroskopii to: 30 kl./s, 67 kV i 17,3 mA na urządzeniu rentgenowskim do fluoroskopii. Należy je jednak dostosować w zależności od potrzeb eksperymentu i obrazowania.</li>
	<li>Skorzystaj z obrazów fluoroskopowych, aby określić, czy do pełnego wypełnienia drzewa kanałowego wymagana jest dodatkowa objętość. UWAGA: Obrazowanie fluoroskopowe może odbywać się na żywo w tym samym czasie, co infuzja roztworu ablacyjnego. Metalowe lub plastikowe kleszcze mogą być używane do przytrzymywania smoczka podczas obrazowania, aby chronić personel przed szkodliwym promieniowaniem rentgenowskim. Pozwala to na monitorowanie wypełnienia drzew kanałowych. Fluoroskopia na żywo może wskazać, kiedy należy przerwać infuzję na podstawie zwiększonej objętości na końcach pęcherzyków płucnych. Fluoroskopia po infuzji może potwierdzić, czy drzewo przewodowe było całkowicie wypełnione lub czy wystąpił jakiś wyciek. Fluoroskopia potwierdzająca jest zwykle wykonywana po infuzji każdego przewodu w tym samym gruczole sutkowym.</li>
</ol>
4. Opieka pooperacyjna i rekonwalescencja
<ol>
	<li>Przerwać przepływ izofluranu po ostatniej infuzji doprzewodowej.</li>
	<li>Wstrzyknąć domięśniowo 0,5 mg/kg atipamezolu. UWAGA: Czas rekonwalescencji różni się u poszczególnych zwierząt, ale królik powinien zacząć wykazywać oznaki powrotu do zdrowia po 5-20 minutach od wstrzyknięcia.</li>
	<li>Zapewnij zwierzęciu ciągłe wsparcie cieplne na kocu rozgrzewającym, aż do całkowitego wyzdrowienia ze znieczulenia. Utrzymuj przepływ tlenu do 5 minut przed wyjęciem ze znieczulenia. UWAGA: Oznaki powrotu do zdrowia obejmują ruchy ust, takie jak żucie, kaszel, drganie nosa i/lub ruchy gałek ocznych. Króliki powinny mieć odruch prostowania i być w stanie utrzymać się w pozycji mostkowej przed ponownym umieszczeniem w nosidełku ratunkowym. Środek regeneracyjny podaje się w zależności od masy ciała królika w zakresie 0,1-1 mg/kg atipamezolu.</li>
	<li>Wstrzyknąć podskórnie 5 mg/kg ketoprofenu.</li>
	<li>Usuń cewnik dożylny, gdy królik będzie w stanie utrzymać się w pozycji mostka. Przyłóż gazik do miejsca, w którym usunięto cewnik, aby zatamować nadmierne krwawienie. UWAGA: Usunięcie cewnika może nastąpić, gdy królik znajduje się w transporterze.</li>
	<li>Przetransportować królika z powrotem do odpowiedniego obiektu w pomieszczeniu.</li>
	<li>Kontynuować wstrzyknięcia 5 mg/kg ketoprofenu podskórnie przez co najmniej 3 dni po zabiegu.</li>
	<li>Monitoruj królika pod kątem oznak dyskomfortu, niepokoju, bólu i samookaleczenia raz dziennie przez co najmniej 3 dni po zabiegu. Jeśli królik wykazuje którykolwiek z tych objawów klinicznych, leczenie ketoprofenem można przedłużyć. Rejestruj i monitoruj masę ciała, aby ocenić objawy anoreksji. UWAGA: Ketoprofen podaje się w zależności od masy ciała królika w zakresie 2-5 mg/kg. Może być podawany co 24 godziny przez okres do 5 dni po infuzji doprzewodowej w celu zmniejszenia stanu zapalnego i zminimalizowania blizn. Aby zminimalizować działania niepożądane związane z owrzodzeniami skóry lub innymi problemami związanymi z gojeniem się ran, lidokainę należy stosować miejscowo w miejscu wstrzyknięcia. Każde zwierzę wykazujące uporczywe oznaki dyskomfortu, niepokoju, bólu lub urazu po leczeniu ketoprofenem powinno zostać poddane eutanazji.</li>
</ol>
5. Analiza tkanek
<ol>
	<li>Podawać roztwór do eutanazji (pentobarbital sodu i fenytoiny sodu) dożylnie w dawce 100 mg/kg. Po 60 s sprawdź, czy nie ma oznak życia poprzez szczypanie palców u stóp/uszu, oznaki oddychania lub bicia serca, odruch rogówkowy i/lub stymulację źrenic.</li>
	<li>Przeprowadzić sekcję zwłok w celu uzyskania tkanki gruczołu sutkowego i poddać ją rutynowej procedurze zatapiania parafiny po 24-36 godzinach w 10% neutralnej buforowanej formalinie18. Następnie wykonaj standardowe barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E) i/lub barwienie immunohistochemiczne markerem specyficznym dla typu komórki, aby pomóc w pożądanych odczytach analizy18. Zwłoki należy usunąć zgodnie z odpowiednim protokołem unieszkodliwiania (np. spalanie).</li>
	<li>Przeanalizuj tkanki gruczołu sutkowego w porozumieniu z patologiem. Użyj programu komputerowego, aby pomóc w ilościowym określeniu szybkości ablacji i pobocznego uszkodzenia tkanki. UWAGA: Analizę tkanek przeprowadzono na 4-miesięcznych królikach rasy białej nowozelandzkiej w ciągu jednej godziny po infuzji (ryc. 4) za pomocą oprogramowania QuPath Open Software for Bioimage Analysis (https://qupath.github.io/). Analiza ta opiera się wyłącznie na tkankach barwionych H&E. QuPath lub podobne oprogramowanie komputerowe wymaga wprowadzenia i kalibracji przez patologa. Niektóre komórki mogą być błędnie sklasyfikowane na podstawie samych cech morfologicznych (ryc. 4). Zastosowanie markerów specyficznych dla typu komórki, takich jak cytokeratyny i aktyna α mięśni gładkich, może być wykorzystane do poprawy klasyfikacji wspomaganej komputerowo6. Ostatecznie analiza klasyfikacji komórek musi być nadzorowana i zatwierdzana przez patologa.</li>
</ol>

<ol><li>Siegel, R. L., Kratzer, T. B., Giaquinto, A. N., Sung, H., Jemal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cancer+statistics%2C+2025%5BTitle%5D)+AND+%22CA+Cancer+J+Clin%22%5BJournal%5D)">Cancer statistics, 2025.</a> CA Cancer J Clin. 75 (1), 10-45 (2025).</li>
<li>Zaluzec, E. K., Sempere, L. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+and+local+strategies+for+primary+prevention+of+breast+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Cancers%22%5BJournal%5D)">Systemic and local strategies for primary prevention of breast cancer.</a> Cancers. 16 (2), 148(2024).</li>
<li>Sapienza Passos, J., Dartora, V., Cassone Salata, G., Draszesski Malago, I., Lopes, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contributions+of+nanotechnology+to+the+intraductal+drug+delivery+for+local+treatment+and+prevention+of+breast+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Pharm%22%5BJournal%5D)">Contributions of nanotechnology to the intraductal drug delivery for local treatment and prevention of breast cancer.</a> Int J Pharm. 635, 122681(2023).</li>
<li>Kenyon, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraductal+delivery+and+x-ray+visualization+of+ethanol-based+ablative+solution+for+prevention+and+local+treatment+of+breast+cancer+in+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Intraductal delivery and x-ray visualization of ethanol-based ablative solution for prevention and local treatment of breast cancer in mouse models.</a> J Vis Exp. (182), e63457(2022).</li>
<li>Kenyon, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((X-ray+visualization+of+intraductal+ethanol-based+ablative+treatment+for+prevention+of+breast+cancer+in+rat+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">X-ray visualization of intraductal ethanol-based ablative treatment for prevention of breast cancer in rat models.</a> J Vis Exp. (190), e64042(2022).</li>
<li>Kenyon, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ductal+tree+ablation+by+local+delivery+of+ethanol+prevents+tumor+formation+in+an+aggressive+mouse+model+of+breast+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Breast+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Ductal tree ablation by local delivery of ethanol prevents tumor formation in an aggressive mouse model of breast cancer.</a> Breast Cancer Res. 21 (1), 129(2019).</li>
<li>Zaluzec, E. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tantalum+oxide+nanoparticles+as+versatile+and+high-resolution+x-ray+contrast+agent+for+intraductal+image-guided+ablative+procedure+in+rodent+models+of+breast+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22NPJ+Imaging%22%5BJournal%5D)">Tantalum oxide nanoparticles as versatile and high-resolution x-ray contrast agent for intraductal image-guided ablative procedure in rodent models of breast cancer.</a> NPJ Imaging. 2 (1), 3(2024).</li>
<li>Chakravarty, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tantalum+oxide+nanoparticles+as+versatile+contrast+agents+for+x-ray+computed+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Nanoscale%22%5BJournal%5D)">Tantalum oxide nanoparticles as versatile contrast agents for x-ray computed tomography.</a> Nanoscale. 12 (14), 7720-7734 (2020).</li>
<li>Robertson, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Omniparticle+contrast+agent+for+multimodal+imaging%3A+Synthesis+and+characterization+in+an+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Imaging+Biol%22%5BJournal%5D)">Omniparticle contrast agent for multimodal imaging: Synthesis and characterization in an animal model.</a> Mol Imaging Biol. 25 (2), 401-412 (2023).</li>
<li>Faguy, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ductography%3A+When%2C+how%2C+and+why%5BTitle%5D)+AND+%22Radiol+Technol%22%5BJournal%5D)">Ductography: When, how, and why.</a> Radiol Technol. 92 (5), 487M-503M (2021).</li>
<li>Sheiman, L. S., Levesque, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+in%27s+and+out%27s+of+ductography%3A+A+comprehensive+review%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Probl+Diagn+Radiol%22%5BJournal%5D)">The in's and out's of ductography: A comprehensive review.</a> Curr Probl Diagn Radiol. 45 (1), 61-70 (2016).</li>
<li>Hughes, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+mammary+gland+postnatal+development+and+tumourigenesis+in+the+sheep%2C+cow%2C+cat+and+rabbit%3A+Exploring+the+menagerie%5BTitle%5D)+AND+%22Semin+Cell+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Comparative mammary gland postnatal development and tumourigenesis in the sheep, cow, cat and rabbit: Exploring the menagerie.</a> Semin Cell Dev Biol. 114, 186-195 (2020).</li>
<li>Schöniger, S., Degner, S., Jasani, B., Schoon, H. -A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+on+mammary+tumors+in+rabbits%3A+Translation+of+pathology+into+medical+care%5BTitle%5D)+AND+%22Animals%22%5BJournal%5D)">A review on mammary tumors in rabbits: Translation of pathology into medical care.</a> Animals. 9 (10), 762(2019).</li>
<li>Rawtani, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole+mount+preparation+and+analysis+of+rabbit+mammary+gland%5BTitle%5D)+AND+%22Reprod+Toxicol%22%5BJournal%5D)">Whole mount preparation and analysis of rabbit mammary gland.</a> Reprod Toxicol. 130, 108740(2024).</li>
<li>Clark, A., Bird, N. K., Brock, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraductal+delivery+to+the+rabbit+mammary+gland%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Intraductal delivery to the rabbit mammary gland.</a> J Vis Exp. (121), e55209(2017).</li>
<li>Fiddler, T. J., Birkinshaw, M., Falconer, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+intraductal+prolactin+on+some+aspects+of+the+ultrastructure+and+biochemistry+of+mammary+tissue+in+the+pseudopregnant+rabbit%5BTitle%5D)+AND+%22J+Endocrinol%22%5BJournal%5D)">Effects of intraductal prolactin on some aspects of the ultrastructure and biochemistry of mammary tissue in the pseudopregnant rabbit.</a> J Endocrinol. 49 (3), 459-469 (1971).</li>
<li>Fusco, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((V-Gel%C2%AE+Guided+Endotracheal+Intubation+in+Rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Vet+Sci%22%5BJournal%5D)">V-Gel® Guided Endotracheal Intubation in Rabbits.</a> Front Vet Sci. 8, 684624(2021).</li>
<li>Sempere, L. F., Zaluzec, E., Kenyon, E., Kiupel, M., Moore, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+five-color+multiplex+co-detection+of+microRNA+and+protein+expression+in+fixed+tissue+specimens%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Automated five-color multiplex co-detection of microRNA and protein expression in fixed tissue specimens.</a> Methods Mol Biol. 2148, 257-276 (2020).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

W naszych poprzednich badaniach wykazaliśmy, że dostarczenie ID 70% EtOH powoduje ablację komórek nabłonka sutka, powodując minimalne uszkodzenia otaczającej tkanki u gryzoni 6,7. W tej procedurze wykazaliśmy, że infuzja ID roztworu ablatywnego może być skalowana do modelu królika. W szczególności pokazujemy w tym większym modelu z wieloprzewodowym systemem drzew, że sekwencyjna infuzja wszystkich przewodów w gruczole sutkowym może być z powodzeniem podawana. Jest to kolejny etap w przekształcaniu tej procedury ablacyjnej w realną alternatywę dla profilaktycznej mastektomii w prewencji pierwotnej u osób z grupy wysokiego ryzyka.
Zatwierdzony przez FDA rentgenowski środek kontrastowy na bazie jodu Omnipaque (iohexol) pozwala nam ocenić sukces infuzji poprzez wizualizację na żywo procesu dostarczania roztworu przez drzewo przewodowe. Użycie fluoroskopii do wizualizacji wlewu gruczołu sutkowego ściśle koresponduje z tym, co prawdopodobnie jest sprzętem i instrumentami zastosowanymi w celu przeprowadzenia tej procedury pod kontrolą obrazu do kliniki10,11. Ta metoda obrazowania pozwoli nam wiedzieć, kiedy należy przerwać infuzję, dzięki czemu fluoroskopia na żywo stanie się kluczowym elementem klinicznego wdrożenia tej procedury ablacyjnej. Ustaliliśmy skalowalność tej procedury od gryzoni do królików drzew przewodowych, ale potrzebne są dalsze badania, aby określić procent EtOH, który najlepiej abluje komórki nabłonka sutka, jednocześnie minimalizując uszkodzenia otaczających tkanek w tym większym modelu zwierzęcym. Protokół ten koncentrował się na wykonalności infuzji doprzewodowej i analizie tkanek bezpośrednio po zabiegu. Strategie rozwiązywania problemów i przydatne wskazówki przedstawiono w tabeli 1. Chociaż głównym celem tego protokołu jest dostarczanie roztworów ablacyjnych na bazie etanolu, protokół ten może być stosowany w innych zastosowaniach do lokalnego dostarczania innych odczynników do obrazowania, systemów modyfikujących geny, takich jak CRISPR/Cas9, wektory lentiwirusowe, siRNA, czynniki wzrostu i/lub czynniki rakotwórcze 2,3 w celu zbadania innych aspektów rozwoju gruczołu sutkowego i onkogenezy u królików.
Podsumowując, protokół ten zapewnia narzędzia badawcze potrzebne do przeprowadzenia systematycznego i podłużnego badania lokalnych i ogólnoustrojowych skutków różnych roztworów ablacyjnych. Informacje te określą bezpieczeństwo tej procedury i wskażą wszelkie obawy związane z dalszym rozwojem i oceną kliniczną w pierwszych badaniach klinicznych z udziałem ludzi.

Rak piersi (BC) jest najczęstszym i drugim co do wielkości zgonem związanym z rakiem wśród kobiet w Stanach Zjednoczonych. Prognozy na rok 2025 szacują, że pojawi się 316 950 nowych przypadków raka piersi, a 42 170 kobiet umrze z powodu BC1. Obecnie obustronna profilaktyczna mastektomia jest najskuteczniejszym zabiegiem zapobiegającym BC. Jest to jednak zabieg wysoce inwazyjny, który polega na całkowitym usunięciu komórek nabłonka, z których powstaje rak piersi, oraz otaczających tkanek. Ze względu na inwazyjność tej procedury oraz psychologiczny i społeczny wpływ tej procedury, mniej niż 50% kobiet wysokiego ryzyka poddaje się mastektomii zmniejszającej ryzyko2. Wraz z innymi opracowaliśmy procedury podawania wewnątrzprzewodowego (ID) w prewencji pierwotnej i/lub leczeniu miejscowym raka piersi u gryzoni w modelach 2,3 jako alternatywę dla obecnych profilaktyki i leczenia. Etanol (EtOH) ma niski profil toksyczności i bezpieczeństwa, który jest dobrze znany i jest stosowany w wielu zastosowaniach klinicznych, takich jak środki stwardniające w leczeniu wad rozwojowych żył oraz jako środek ablacyjny w miejscowym leczeniu niektórych nowotworów3. Zazwyczaj w tych procedurach klinicznych podaje się lub podaje kilka mililitrów EtOH w stężeniu 90-100%. W naszej poprzedniej pracy dostarczanie 70% EtOH bezpośrednio do systemu drzew przewodowych modeli myszy i szczurów było skuteczne w chemicznej ablacji komórek nabłonka sutka z ograniczonym uszkodzeniem sąsiednich normalnych tkanek oraz w zapobieganiu tworzeniu się guza piersi 4,5,6,7. Ponieważ procedura ta jest skalowana do większego systemu drzew przewodowych królika o większym stosunku objętości światła do powierzchni komórek nabłonka światła, badamy właściwości ablacyjne roztworu o niższym procencie EtOH (10% do 70%). Mając na uwadze translację kliniczną, dochodzimy do wniosku, że najniższy procent etanolu, który jest skuteczny w ablacji komórek nabłonka, będzie najlepiej tolerowany i będzie miał najlepszy profil bezpieczeństwa.
Potwierdzenie całkowitego wypełnienia drzewa przewodowego jest konieczne, aby zagwarantować, że roztwór ablacyjny miał bezpośredni kontakt z komórkami nabłonka sutka. W naszych poprzednich badaniach na modelach gryzoni po zabiegu zastosowano wizualizację rentgenowską drzewa (drzew przewodowych) za pomocą obrazowania mikrotomografii komputerowej. Ze względu na wymagany upływ czasu na znieczulenie, przeniesienie, ustawienie i ułożenie zwierzęcia do obrazowania, zatwierdzony przez FDA Omnipaque (iohexol) lub podobne szybko dyfuzyjne środki kontrastowe zawierające jod nie były odpowiednie do wizualizacji drzew przewodowych u gryzoni 6,8. Stwierdziliśmy, że środki kontrastowe na bazie nanocząstek, zwłaszcza te zawierające nanokryształ tlenku tantalu, wolniej dyfundowały i były bardziej odpowiednie do wizualizacji drzew przewodowych u gryzoni 6,7,8,9. Jednak to potwierdzenie a posteriori za pomocą obrazowania mikrotomografii komputerowej nie pozwala nam monitorować ani kontrolować ilości podawanej objętości infuzji i odbiega od klinicznie ustalonych procedur diagnostycznych, takich jak ductografia10,11, w celu wizualizacji drzewa przewodowego. W związku z tym kluczowym krokiem do ustalenia technicznej wykonalności przetłumaczenia tej procedury identyfikacji na ludzi jest zademonstrowanie w czasie rzeczywistym wizualizacji fluoroskopowej drzewa przewodowego w modelu zwierzęcym o rosnącym rozmiarze i złożoności jego gruczołów sutkowych. Protokół ten zwiększa skalę tej procedury ablacyjnej z gryzoni 4,5 do modeli królików. Ewolucyjnie, anatomicznie i fizjologicznie gruczoły sutkowe królika są bardziej podobne do piersi człowieka niż do piersi gryzoni lub innych dużych modeli zwierzęcych, takich jak krowy i owce 12,13,14. Samice królików mają cztery pary gruczołów mlecznych, z których każda zawiera cztery drzewa przewodowe, podczas gdy gryzonie mają tylko jedno drzewo przewodowe na gruczoł sutkowy. Strzyki królika mogą być kaniulowane15,16 przy użyciu procedury podobnej do podawania środka kontrastowego ID w duktografii klinicznej w pierwszym badaniu klinicznym z udziałem ludzi. W związku z tym króliki stanowią praktyczny i istotny pośredni model dużych zwierząt do translacyjnego zastosowania tej procedury ablacyjnej ID do ludzi. Protokół ten rozwiązuje problemy techniczne związane z dostarczaniem identyfikatorów i obrazowaniem in vivo wieloprzewodowego systemu drzew, których nie można było rozwiązać w modelach gryzoni. Protokół ten wykorzystuje instrumenty, odczynniki i materiały, które są zgodne z obecną praktyką kliniczną do wizualizacji drzew kanałowych. W związku z tym opisana procedura infuzji pod kontrolą fluoroskopii roztworu ablacyjnego na bazie etanolu zawierającego joheksol może być łatwo wdrożona i oceniona w pierwszych badaniach klinicznych z udziałem ludzi.
Metoda ta została wdrożona w naszym laboratorium w celu pomyślnej kanniulacji i sekwencyjnego infuzji wszystkich czterech drzew przewodowych jednego lub więcej gruczołów sutkowych u królika, podczas jednej sesji, roztworem ablacyjnym na bazie etanolu zawierającym środek kontrastowy (Figura 1, Ryc. 2, Ryc. 3). Metoda ta polega na wlewaniu roztworu ablacyjnego bezpośrednio do kaniulowanego otworu strzyka za pomocą igły o końcówce 27 G królika (4-miesięcznego dziewictwa) na stole fluoroskopowym. Zabieg ten wykonywany jest na zwierzęciu w znieczuleniu ogólnym (izofluran) z około- i pozabiegowym leczeniem przeciwzapalnym (ketoprofen, niesteroidowy lek przeciwzapalny). Obrazowanie fluoroskopowe pozwala nam monitorować wypełnienie drzewa kanałowego w czasie rzeczywistym, kontrolować szybkość i ilość dozowanej objętości i/lub określić, jak skuteczne jest dostarczanie ID w każdym pojedynczym systemie drzew (Ryc. 1, Ryc. 2, Ryc. 3). Ta technika fluoroskopii jest bardziej zbliżona do zamierzonego zastosowania klinicznego w zakresie obrazowania leczenia ablacyjnego i może pomóc w ograniczeniu całkowitej dawki promieniowania nałożonej na pacjenta. Protokół ten pokazuje, że zatwierdzony przez FDA Omnipaque (iohexol) jest odpowiednim środkiem kontrastowym do wizualizacji początkowego wypełnienia królika drzewa przewodowego (ryc. 3). Obserwacje przeprowadzone przez badanie ogólne i analizę histologiczną pokazują, że stężenie etanolu wynoszące 70% powoduje szybkie uszkodzenie tkanek wewnątrz i na zewnątrz drzewa przewodowego oraz wykraczające poza strukturę gruczołu sutkowego (ryc. 3). Stężenie etanolu w zakresie 10-40% zapewnia odpowiednią ablację komórek nabłonka przy mniejszym uszkodzeniu tkanek ubocznych niż 70% etanolu (ryc. 4). Badania podłużne z zastosowaniem tej procedury z odpowiednio dobraną wielkością grupy na roztwór ablacyjny i czasowymi pobraniami tkanek będą wymagane w celu ustalenia optymalnych parametrów roztworu ablacyjnego do jego oceny klinicznej u ludzi.

<table><tbody><tr><td>Szkło powiększające 10X ze światłem i zaciskiem, duża gęsia szyja</td><td>Amazonka</td><td>B0D982JCZ2</td><td>Do wizualizacji strzyków</td></tr><tr><td>Exel Międzynarodowe Strzykawki Insulinowe</td><td>Fisher Naukowy</td><td>14-841-31</td><td>Do periductalnego wstrzykiwania soli fizjologicznej</td></tr><tr><td>Luzem igły o długości 27 0,5</td><td>Technologie infuzyjne SAI</td><td>B27-50 100 luzem</td><td>Do kaniulacji wewnątrzprzewodowej</td></tr><tr><td>Evans niebieski</td><td>Sigma</td><td>E2129-50G</td><td>Do wizualizacji gruczołu sutkowego</td></tr><tr><td>Fluoroskopowy system obrazowania rentgenowskiego</td><td>GE Opieka zdrowotna</td><td>DT-C31-01&nbsp; &nbsp;</td><td>Do akwizycji obrazów fluroskopowych</td></tr><tr><td>Koc ocieplający weterynaryjny HotDog</td><td>Hotdog</td><td>WC71V</td><td>Do zabiegu wewnątrzprzewodowego/przygotowania przedoperacyjnego</td></tr><tr><td>Przedłużki męsko-żeńskie, długość 12 cali</td><td>Technologie infuzyjne SAI</td><td>EXT-12</td><td>Do zabiegu wewnątrzprzewodowego</td></tr><tr><td>Omnipaque 500 ml (350 mg jodu/ml)</td><td>GE Opieka zdrowotna</td><td>0407-1414-72</td><td>Środek kontrastowy do wizualizacji rentgenowskiej (fluoroskopia)</td></tr><tr><td>Sterylny niebieski barwnik spożywczy</td><td>Mccormick</td><td>930641</td><td>Do wizualizacji gruczołu sutkowego</td></tr><tr><td>Sterylny sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)</td><td>Rybak termiczny</td><td>14190250</td><td>Do przygotowania roztworu</td></tr><tr><td>Strzykawki</td><td>BD</td><td>309659</td><td>Do infuzji doprzewodowej</td></tr><tr><td>V-żel</td><td>Docsinnovent</td><td>D30001 - 30006</td><td>Do intubacji (numer katalogowy zależy od rozmiaru V-żelu)</td></tr><tr><td>Ketoprofen</td><td>Chciwość</td><td>#005488</td><td>Na przeciwbóle</td></tr><tr><td>ketamina</td><td>Chciwość</td><td>71069</td><td>Na przeciwbóle</td></tr><tr><td>Miejscowa lidokaina</td><td>Okładka</td><td>70859</td><td>Na przeciwbóle</td></tr><tr><td>Ksylazyna</td><td>Chciwość</td><td>80907</td><td>Do znieczulenia</td></tr><tr><td>Euthasol powiedział:</td><td>Chciwość</td><td>#009444</td><td>Do eutanazji</td></tr><tr><td>Smar do oczu</td><td>Chciwość</td><td>75848</td><td>Do znieczulenia</td></tr><tr><td>Atipamezol</td><td>Chciwość</td><td>82124</td><td>Do znieczulenia</td></tr><tr><td>Chipsy bananowe</td><td>Bio-Serv</td><td>#F7161</td><td>Do aklimatyzacji</td></tr><tr><td>Klejnoty furii</td><td>Bio-Serv</td><td>#F5136-1</td><td>Do aklimatyzacji</td></tr><tr><td>Krople jogurtu</td><td>Bio-Serv</td><td>#F7200-1</td><td>Do aklimatyzacji</td></tr></tbody></table>

wizualizacja rentgenowska wewnątrzprzewodowego wlewu ablacyjnego na bazie etanolu w profilaktyce raka piersi w modelach króliczych

X-ray Visualization of Intraductal Ethanol-based Ablative Infusion for Prevention of Breast Cancer in Rabbit Models

Rak piersi jest drugą najczęstszą przyczyną zgonów kobiet związanych z rakiem. Chociaż istnieje niewiele proaktywnych interwencji dla kobiet średniego ryzyka, profilaktyczna mastektomia jest najskuteczniejszą, zmniejszającą ryzyko interwencją dla kobiet wysokiego ryzyka. Jednak profilaktyczna mastektomia jest zabiegiem inwazyjnym, który usuwa wszystkie komórki nabłonka sutka wraz z otaczającym zrębem, tkanką tłuszczową i/lub mięśniami. Naszym ogólnym celem badawczym jest opracowanie nieinwazyjnej procedury podawania wewnątrzprzewodowego (ID), która miejscowo zabija komórki nabłonka sutka poprzez wypełnienie całego drzewa przewodowego roztworem ablacyjnym. Wcześniej wykazaliśmy, że dostarczanie etanolu w postaci roztworu ablacyjnego jest skuteczne w modelach gryzoni (myszy i szczury). Protokół ten przedstawia dostarczenie ID 10-70% roztworu etanolu zawierającego joheksol (90-300 mg/ml) jako rentgenowskiego środka kontrastowego do wieloprzewodowego systemu drzew gruczołu sutkowego królika. Gruczoł mleczny królika (Oryctolagus cuniculus) z systemem wieloprzewodowym jest bardziej podobny do ludzkiej piersi niż u innych dużych zwierząt (np. krów, owiec). Ten protokół dla królików rozwiązuje techniczne wyzwania związane ze skalowalnością, obrazowaniem w czasie rzeczywistym i dostarczaniem identyfikatorów do wielokanałowego systemu drzew w modelu pośrednim dużych zwierząt. Protokół ten ustanawia wielokanałowe dostarczanie identyfikatora pod kontrolą fluoroskopii z instrumentami, materiałami i odczynnikami, które można bezpośrednio zastosować w klinice. Analiza tkanek umożliwia optymalizację stężenia etanolu w celu maksymalnej ablacji nabłonka i minimalnego uszkodzenia tkanek ubocznych jako punkt wyjścia dla przyszłej pierwszej u ludzi oceny tej procedury ablacyjnej w pierwotnej prewencji raka piersi.

Każdy z 8 gruczołów sutkowych samicy królika zawiera 4 drzewa przewodowe, które otwierają się w niezależnych ujściach strzyków (ryc. 2). Ze względu na różnicę w wielkości i liczbie drzew przewodowych na gruczoł sutkowy między gryzoniami (tylko 1 przewód na gruczoł mleczny), króliki są dobrym modelem pośrednim dla translacji człowieka. Możemy podać do 400 μl 10-70% roztworu EtOH, aby wypełnić całe drzewo przewodowe dowolnego gruczołu mlecznego 4-miesięcznych królików rasy nowozelandzkiej białej (Rysunek 1, Rysunek 2, Rysunek 3, Rysunek 4 4,8,9). Roztworem ablacyjnym możemy zainparować do 4 drzew przewodowych w maksymalnie 8 gruczołach sutkowych podczas jednej sesji. Typowy projekt eksperymentalny polega na infuzji 2-3 drzew przewodowych w jednym gruczole sutkowym w maksymalnie 4 gruczołach sutkowych określonym roztworem ablacyjnym zawierającym rentgenowski środek kontrastowy na bazie jodu (ryc. 2, ryc. 3). W przypadku roztworu ablacyjnego zawierającego joheksol (90-300 mg jodu/ml) fluoroskopię wykonuje się w trakcie i/lub po każdej infuzji w celu określenia indywidualnego sukcesu infuzji każdego drzewa przewodowego częściową lub pełną ilością roztworu w infuzji (ryc. 2, ryc. 3). Pobranie tkanki gruczołu sutkowego umożliwia ocenę, w jaki sposób zmiany w postaci wpływają na niszczenie komórek nabłonka sutka (ryc. 4). Te analizy obrazowe dostarczają informacji pozwalających zrozumieć najbardziej odpowiednie rozwiązanie w celu osiągnięcia maksymalnej ablacji przy jednoczesnej minimalizacji uszkodzeń otaczających tkanek. Ustaliliśmy, że 10% roztwór EtOH zapewnia porównywalną szybkość ablacji do roztworów ablacyjnych zawierających wyższy procent EtOH (ryc. 4).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68334/68334fig1.jpg"> 
Rysunek 1: Przebieg procedury wewnątrzprzewodowej. Podkreślono kluczowe etapy procedury identyfikacji. Zobacz film, aby uzyskać więcej informacji. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68334/68334fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68334/68334fig2.jpg"> 
Rycina 2: Kluczowe etapy kaniulacji i infuzji wewnątrzprzewodowej. (A) Wstrzyknięcie soli fizjologicznej prostopadle do strzyka w celu rozszerzenia otworów przewodowych do kaniulacji (widok w płaszczyźnie środkowej). (B) Kaniulację i wypełnienie drzewa przewodowego (D1) można śledzić za pomocą niebieskiego barwnika w roztworze ablacyjnym (widok w płaszczyźnie środkowej). (C) Obrazowanie fluoroskopowe w czasie rzeczywistym zapewnia precyzyjne monitorowanie wypełnienia drzew przewodowych (D1) joheksolem w roztworze ablacyjnym (widok na płaszczyźnie grzbietowej). Otwory w drzewach kanałowych są ponumerowane od lewej do prawej, zaczynając od górnej ćwiartki (D1, lewy górny ćwiartka) i kończąc na dolnej ćwiartce (D4, prawy dolny kwadrant). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68334/68334fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68334/68334fig3.jpg"> 
Ryc. 3: Rozmiar smoczka i skuteczne podanie roztworu ablacyjnego do wielu przewodów. Typowa prezentacja rozmiarów strzyków u nowozelandzkich królików białych. Rozmiar smoczka różni się w zależności od wagi i wieku królika. Gruczoły sutkowe są ponumerowane od lewego górnego rogu (L1, lewy szyjka macicy) do prawego dolnego rogu (R8, prawy pachwinowy). Wszystkie obrazy są wyświetlane w płaszczyźnie grzbietowej. (A) 2,8 kg królika dziewiczego (na górze) z mniejszymi strzykami, trudnymi do kaniulacji, 3,5 kg królika dziewiczego (w środku) z odpowiednimi strzykami do kaniulacji i 4,1 kg królika wieloródka (na dole) z większymi strzykami, znacznie łatwiejszymi do kaniulacji. (B) Niebieski barwnik spożywczy w roztworze do infuzji może być stosowany jako dowód in vivo dostarczania wewnątrzprzewodowego i napełniania drzew przewodowych. Nieudana infuzja jest oznaczona czerwonym konturem (dostarczenie poduszeczki tłuszczowej, góra), a udane wlewy niebieskim konturem (podanie wewnątrzprzewodowe, środek i dół). 70% roztwór EtOH powoduje więcej uszkodzeń skóry (rumień) kilka minut po infuzji (ciemnoniebieski, środkowy panel) w porównaniu z 10% roztworem (jasnoniebieski, dolny panel). (C) Fluoroskopia dostarcza dowodów in vivo na dostarczanie wewnątrzprzewodowe. Nieudany napar (podanie poduszeczki tłuszczowej, górny panel). Udana sekwencyjna infuzja najpierw przewodowego D1 i drugiego przewodowego D2 (lewy dolny panel). Fluoroskopia na żywo zapewnia wskazówki obrazowe dotyczące wypełnienia (białe strzałki) drzewa kanałowego D3 (prawy dolny panel); Widoczna jest również linia przedłużająca wypełniona roztworem ablacyjnym zawierającym joheksol oraz kleszcze do przytrzymywania smoczka. Paski skali odpowiadają 1 cm na obrazach przy różnym powiększeniu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68334/68334fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68334/68334fig4.jpg"> 
Rycina 4: Analiza tkanek gruczołów sutkowych u królików białych w Nowej Zelandii po zabiegu wewnątrzprzewodowym roztworem ablacyjnym na bazie etanolu. (A-B) Reprezentatywne barwienie H&amp;E prawego pachwinowego gruczołu sutkowego 4-miesięcznego zwierzęcia bez leczenia ablacyjnego w porównaniu z prawym gruczołem sutkowym pachwinowego innego zwierzęcia z 10% leczeniem ablacyjnym EtOH. Plasterki tkanki są cięte wzdłuż płaszczyzny środkowej, więc D1 i D3 (lewe drzewa kanałowe) są reprezentowane na tych samych odcinkach tkanki. Widok całej tkanki (A) i widok w dużym powiększeniu (B) pokazują morfologiczne i chromatyczne efekty ablacji EtOH na barwienie H&amp;E (górne panele) oraz wydedukowane klasy komórek nabłonka i zrębu w oparciu o wspomagany komputerowo wyszkolony klasyfikator (dolne panele). podziałka odpowiada 1 mm w A , a biała podziałka 100 μm w B. (C) Wykres przedstawia rozkład klas komórek w drzewach przewodowych (n &gt; 4 na grupę) poddanych działaniu EtOH o różnych stężeniach lub pozostawionych bez zabiegu. Gwiazdki wskazują wartość p niesparowanego testu t Welcha dla każdej klasy komórek na grupę w porównaniu z odpowiadającą mu klasą komórek w grupie 10% traktowanej EtOH (* &lt;0,05, ** &lt; 0,01, **** &lt;0,0001). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68334/68334fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.</a>

W protokole tym przedstawiono procedurę infuzji pod kontrolą obrazu do systemu drzew przewodowych gruczołu sutkowego królika. Demonstrujemy kontrolowaną infuzję rentgenowskiego środka kontrastowego zawierającego roztwór ablacyjny na bazie etanolu do wszystkich otworów strzyków za pomocą obrazowania fluoroskopowego w czasie rzeczywistym.

Wizualizacja rentgenowska wewnątrzprzewodowego wlewu ablacyjnego na bazie etanolu w profilaktyce raka piersi w modelach króliczych

Breast cancer is the second leading cancer-related cause of death in women. While there are few proactive interventions for average-risk women, ...

Rak piersi jest drugą najczęstszą przyczyną zgonów związanych z rakiem. Chociaż istnieje niewiele proaktywnych interwencji dla kobiet średniego ryzyka, profilaktyczna mastektomia i terapia hormonalna są dostępnymi opcjami dla kobiet wysokiego ryzyka. Jednak ze względu na poważne negatywne skutki uboczne tych opcji zapobiegawczych, wiele kobiet wysokiego ryzyka decyduje się ich nie przyjmować.W związku z tym potrzebna jest nowa strategia prewencji dla osób z grupy wysokiego ryzyka. Opracowaliśmy technikę dostarczania wewnątrzprzewodowego do ablacji komórek nabłonka pamięci, z których powstaje rak piersi, jako miejscową, mniej inwazyjną alternatywę dla mastektomii. Nasze poprzednie badanie wykazało skuteczność pojedynczego wlewu doprzewodowego 70% etanolu w zapobieganiu powstawaniu raka piersi w agresywnym modelu mysim.Udało nam się rozszerzyć tę procedurę do modelu szczurzego i potwierdzić za pomocą mikrotomografii komputerowej sukces infuzji. Chociaż zademonstrowaliśmy wypełnianie i obrazowanie rentgenowskie in vivo drzewa przewodowego zarówno w modelach myszy, jak i szczurów, modele te mają tylko jedno drzewo przewodowe na gruczoł sutkowy. Dlatego w tej procedurze zajmiemy się skalowalnością tej techniki w modelu królika z wielokanałowym systemem drzew.Króliki stanowią praktyczny i istotny pośredni model dużych zwierząt do translacyjnego zastosowania tej procedury ablacyjnej ID do ludzi. W skrócie zaczęliśmy od przygotowania zwierzęcia do zabiegu poprzez usunięcie sierści otaczającej strzyki, które mają być wstrzyknięte, następnie wykonywane są wlewy wewnątrzprzewodowe, a po każdym wlewie wykonywany jest obraz fluoroskopowy rentgenowski, aby upewnić się, że drzewo przewodowe zostało wypełnione. Na koniec przeprowadza się analizę tkanek w celu określenia wskaźnika powodzenia roztworu ablatywnego.Uspokoić królika 20 minut przed podaniem izofluranu, wstrzykując znieczulenie domięśniowo. Używaliśmy ketaminy i ksylazyny. Wstrzyknąć środek przeciwbólowy po wystąpieniu klinicznych objawów uspokojenia.Używaliśmy ketoprofenu. Umieść królika na stole do obrazowania wyłożonym kocem z recyrkulacją ciepłej wody i zaintubuj królika za pomocą rurki intubacyjnej o odpowiedniej wielkości, która jest następnie podłączona do urządzenia do izofluranu. Rozmiar rurki zależy od wagi królika, ale nie zawsze jest dokładny, dlatego dobrą praktyką jest posiadanie pod ręką wielu rozmiarów.Maska może być używana zamiast rurki intubacyjnej, jeśli nie może uzyskać odpowiedniego uszczelnienia. Wprowadzić cewnik żylny o rozmiarze 25 G do ucha królika, aby umożliwić awaryjne podanie leku. Gdy królik zostanie w pełni znieczulony, ogol brzuch ogonowy wokół drugiej i trzeciej pary strzyków.Bezprzewodowy odkurzacz może pomóc w utrzymaniu czystego miejsca infuzji. Po usunięciu większości włosów nałóż krem do depilacji wokół strzyka i usuń go zwilżoną gazą po 15 sekundach od aplikacji. Upewnij się, że widoczność i dostęp do obszaru strzyka są dobre i w razie potrzeby powtórz czynność.Przetrzeć obszar gazikami z chlorheksydyną, aby oczyścić miejsce wstrzyknięcia przed kaniulacją. Króliki mogą mieć zatyczkę wystającą z otworu kanałowego, która może uniemożliwić pomyślne kaniulowanie smoczka, jeśli nie zostanie usunięta. Delikatnie usuń warstwę skóry nad otworami kanałowymi za pomocą drobno zakończonych kleszczyków.Włóż igłę o rozmiarze 28, skośną stroną do góry, z boku smoczka i powoli wlej 0,2 mililitra sterylnego 0,9% soli fizjologicznej. Część soli fizjologicznej może wydostać się z otworów kanałowych. Pozwoli to na lepszą wizualizację otworów kanałowych podczas kaniulacji.Przygotuj 12-calową linię przedłużającą do kaniulacji przy użyciu techniki aseptycznej. Oczyść powierzchnię ławki etanolem i ostrożnie załóż sterylne rękawice. Zdejmij zaślepki ochronne na obu końcach przedłużacza.Odessać jeden mililitr przygotowanego roztworu ablacyjnego za pomocą jednomililitrowej strzykawki Luer-Lok. Ostrożnie przymocuj strzykawkę do żeńskiego końca ze skrzydełkiem, a następnie ostrożnie przymocuj igłę z końcówką w rozmiarze 27 do przeciwległego końca. Powoli przepychać roztwór przez linię, aż z igły zacznie wypływać stały strumień roztworu.Należy uważać, aby nie przechylić strzykawki, ponieważ spowoduje to tworzenie się pęcherzyków powietrza. Delikatnie chwyć smoczek kciukiem i palcem wskazującym, a następnie lekko go unieś do infuzji wewnątrzprzewodowej. Ostrożnie kaniuluj interesujący Cię przewód za pomocą igły o końcówce w rozmiarze 27.Lampa powiększająca 10X może pomóc w wizualizacji otworów kanałowych. Powoli wlewaj roztwór, aby zminimalizować potencjalne uszkodzenia spowodowane przez szybko poruszające się płyny w kanale. Zazwyczaj jeden badacz kaniuluje i trzyma igłę, podczas gdy drugi badacz trzyma strzykawkę i popycha tłok z pożądaną szybkością.Omnipaque to zatwierdzony przez FDA środek kontrastowy na bazie jodu, który pozwala nam zobaczyć drzewo przewodowe pod obrazowaniem fluoroskopowym rentgenowskim. Dzięki temu możemy zobaczyć, jak drzewo kanałowe jest napełniane roztworem ablacyjnym w czasie rzeczywistym i przerywa dostarczanie, gdy roztwór dotrze do końca drzewa przewodowego. Obrazowanie fluoroskopowe zapewnia również szybkie i łatwe potwierdzenie udanego wypełnienia całego drzewa przewodowego zaraz po infuzji.W tej sesji na żywo z infuzją do trzeciego kanału można zobaczyć, że kanały 1 i 2 zostały już wleczone. To obrazowanie na żywo prowadzi do maksymalizacji wypełnienia drzewa kanałowego. Po zakończeniu procedury zacznij odzyskiwać królika, podając domięśniowo środek odwracający.W naszym przypadku zastosowaliśmy atipamezol. Oznaki powrotu do zdrowia obejmują żucie i drganie nosa. Upewnij się, że królik może utrzymać się w pozycji pionowej, zanim pozwolisz mu samodzielnie dojść do siebie.Podawaj ketoprofen podskórnie przez co najmniej trzy dni po zabiegu, aby zmniejszyć stan zapalny i zminimalizować blizny. Barwienie hematoksyną i eozyną, lub bardziej znane jako barwienie H&E, jest najczęściej używanym barwnikiem w histologii. Dzięki temu możemy zobaczyć cztery otwory przewodowe i ścieżki przewodowe w gruczole sutkowym.W naszych eksperymentach przetestowaliśmy szereg roztworów o stężeniu etanolu od 10 do 70%. Opierając się na tym zakresie stężeń, widzimy, że roztwór ablacyjny zawierający mniej niż 10% etanolu może nadal skutecznie ablować drzewo kanałowe w porównaniu z wyższym procentem etanolu. Wyniki te wskazują, że ten niższy 10% roztwór ablacyjny etanolu powinien być traktowany priorytetowo do dalszych badań.Opisujemy procedurę infuzji sterowanej obrazem do systemu drzew przewodowych gruczołu sutkowego królika. Pokazujemy kontrolowaną infuzję rentgenowskiego środka kontrastowego zawierającego roztwór ablacyjny na bazie etanolu do wszystkich otworów strzyków za pomocą obrazowania fluoroskopowego w czasie rzeczywistym i potwierdzamy szybkość ablacji komórek nabłonka i uszkodzenia tkanek za pomocą analizy histologicznej. Procedura ta stanowi krok w kierunku skalowalności mniej inwazyjnej metody pierwotnej prewencji raka piersi jako alternatywy dla profilaktycznej mastektomii.Protokół ten wykorzystuje instrumenty, odczynniki i materiały do infuzji pod kontrolą fluoroskopii roztworu ablacyjnego na bazie etanolu zawierającego Omnipaque, które są zgodne z obecną praktyką kliniczną w zakresie wizualizacji drzew przewodowych. W ten sposób opisana procedura może być łatwo wdrożona i oceniona w pierwszych badaniach klinicznych z udziałem ludzi.

x-ray-visualization-intraductal-ethanol-based-ablative-infusion-for

Research

JoVE Journal

Cancer Research

W tym filmie opisujemy technikę podawania interesującego roztworu do przewodu sutkowego królika i potwierdzamy dostarczenie za pomocą wysokorozdzielczego obrazowania ultrasonograficznego środków kontrastowych.

Wstrzyknięcie wewnątrzprzewodowe królika: miejscowe dostarczanie roztworu będącego przedmiotem zainteresowania do gruczołu sutkowego królika

Tutaj opisujemy technikę miejscowego dostarczania odczynników do gruczołu sutkowego królika poprzez wstrzyknięcie doprzewodowe. Dodatkowo opisujemy protokół wizualizacji i potwierdzenia porodu za pomocą wysokorozdzielczego obrazowania ultrasonograficznego środków kontrastowych.

Dostarczanie wewnątrzprzewodowe do gruczołu sutkowego królika

Celem tego artykułu jest dostarczenie podstaw do rozwoju i wykorzystania modelu raka wątroby VX2 dla królika.

Opracowanie i angiograficzne zastosowanie króliczego modelu VX2 w raku wątroby

Opisano metodę doprzewodowego wstrzykiwania odczynników do roztworu ablacyjnego na bazie etanolu do mysiego drzewa sutkowego do obrazowania in vivo i zapobiegania rakowi piersi. Wstrzyknięcie bezpośrednio do otworu brodawki sutkowej pozwala na celowanie w komórki nabłonka sutka przy minimalnym uszkodzeniu tkanek ubocznych.

Dostarczanie wewnątrzprzewodowe i wizualizacja rentgenowska roztworu ablacyjnego na bazie etanolu w profilaktyce i leczeniu miejscowym raka piersi w modelach mysich

Opisano procedurę dostarczania chemicznego roztworu ablacyjnego do drzewa przewodowego sutka szczura w celu profilaktycznego leczenia raka piersi pod kontrolą obrazu. Komórki nabłonka sutka mogą być celowane przy minimalnym uszkodzeniu tkanek pobocznych poprzez kaniulację bezpośrednio do otworu brodawki sutkowej i doprzewodową infuzję 70% roztworu ablacyjnego na bazie etanolu.

Wizualizacja rentgenowska wewnątrzprzewodowego leczenia ablacyjnego opartego na etanolu w profilaktyce raka piersi w modelach szczurzych

Ten protokół pokazuje, jak generować fluorescencyjnie oznaczone, genetycznie zdefiniowane guzy klonalne w oku/czułkach Drosophila imaginal discs (EAD). Opisuje, jak rozdzielić EAD i mózg od larw trzeciego stadium rozwojowego i jak je przetworzyć w celu wizualizacji i ilościowego określenia zmian ekspresji genów i inwazyjności guza.

Model guza dysku imaginalnego Drosophila: wizualizacja i kwantyfikacja ekspresji genów i inwazyjności guza za pomocą mozaik genetycznych

Identyfikacja nowych celów leków, które przechodzą od testów przedklinicznych do badań na ludziach, jest priorytetem naukowym. W tym celu opisujemy tutaj podejście genomiki funkcjonalnej do badania wpływu wyczerpania genów na sferoidy linii komórek nowotworowych, które bardziej odpowiednio modelują nowotwory u ludzi in vivo.

Wykorzystanie badań przesiewowych genomiki funkcjonalnej do identyfikacji potencjalnie nowych celów leków w hodowlach sferoidalnych komórek nowotworowych

To badanie wykorzystywało ultrasonografię do diagnozy i badań kontrolnych, aby potwierdzić skuteczność leczenia Progresywnym Oporem (PRE) w obrzęku limfatycznym związanym z rakiem piersi (BCRL). Ultrasonografia może być skutecznie stosowana w celu zapewnienia diagnozy i leczenia obrzęku limfatycznego.

Ocena ultrasonograficzna obrzęku limfatycznego związanego z rakiem piersi

Celem tego protokołu jest opisanie nowego podejścia do modelowania raka piersi opartego na doprzewodowym wstrzykiwaniu adenowirusa z ekspresją Cre do mysich gruczołów sutkowych. Takie podejście pozwala na manipulowanie zdarzeniami onkogennymi zarówno w zależności od typu komórki, jak i narządu, w sposób kontrolowany czasowo.

Modelowanie raka piersi poprzez doprzewodowe wstrzyknięcie adenowirusa z ekspresją Cre do mysiego gruczołu sutkowego

Obecny protokół opisuje metody tworzenia modeli ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjenta (PDX) i pierwotnych linii komórek rakowych z próbek chirurgicznego raka żołądka. Metody te stanowią użyteczne narzędzie do opracowywania leków i badań w zakresie biologii nowotworów.

Opracowanie modeli ksenoprzeszczepów i pierwszorzędowych linii komórkowych pochodzących od pacjentów z rakiem żołądka

Poznaj technikę wewnątrzprzewodowego wlewu ablacyjnego na bazie etanolu w profilaktyce raka piersi u królików z wykorzystaniem fluoroskopii. Metoda oferuje mniej inwazyjną alternatywę dla mastektomii.

Wizualizacja rentgenowska wewnątrzprzewodowego wlewu ablacyjnego na bazie etanolu w profilaktyce raka piersi w modelach króliczych (Wideo) | JoVE Journal

Wizualizacja rentgenowska wewnątrzprzewodowego wlewu ablacyjnego na bazie etanolu w profilaktyce raka piersi w modelach króliczych

Przeglądaj więcej filmów