Name: Guia de Clonagem de RNA para Sistemas de Mamíferos por CRISPR (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-10-02T12:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 48 s
Description: Aprenda a clonar plasmídeos de expressão de sgRNA para experimentos CRISPR em sistemas de mamíferos. Este método simplificado permite a criação de RNAs guia pareados em uma única etapa, facilitando a edição genética.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Sathiji Nageshwaran é suportado por Ataxia Research Alliance de Friedreich (07340305 - 01) e National Ataxia Foundation bolsas (7355538-01). Alejandro Chavez foi financiada pela concessão do National Cancer Institute 5T32CA009216-34 e o prémio de carreira Burroughs Wellcome Fund para cientistas médicos. George M. Church é suportado pelo US National Institutes of Health (NIH) grant National Human Genome Research Institute HG008525 RM1 e Instituto Wyss de biologicamente inspirados engenharia. James J. Collins reconhece apoio da concessão de redução de ameaça de agência HDTRA1-14-1-0006 e o grupo de fronteiras do Paul G. Allen. Alejandro Chavez desenvolveu o método de clonagem de dual-guia. Sathiji Nageshwaran, Alejandro Chavez e Nan Cher Yeo escreveram o manuscrito com a entrada de todos os autores.

Nota: O seguinte protocolo descreve como executar o projeto gRNA usando ferramentas on-line (passos 1.1-1.4), que são comuns a todos os métodos de construção de plasmídeo de gRNA detalhada neste manuscrito. Uma vez identificados os gRNAs desejados, etapas para encomendar os oligonucleotides necessários são descritas juntamente com diversos métodos para introduzir os oligonucleotides em vetores de expressão (por exemplo, pSB700). Apresentados são 2 métodos de clonagem único guia-expressando vetores baseados em qualquer ligadura em um vetor de expressão pré-digeridas (passos 2-7.3) ou Golden Gate clonagem (passos 8-8.4). Mais delineado é uma estratégia para clonagem emparelhados guia-expressando vetores utilizando a reação em cadeia da polimerase (PCR) seguida por Golden Gate clonagem (passos 11-16). Finalmente, métodos comuns para a realização de uma transformação química de Escherichia coli (etapas 9,6-9) e uma validação de sequência de vetor de expressão (passos 10 para 10.2.3) também são descritos.
<ol><li>Projeto gRNA oligonucleotides usando ferramentas on-line da seguinte maneira.<ol>
<li>Projeto gRNAs usando ferramentas on-line tais como a sgRNA artilheiro 2.0 ferramenta on-line (https://crispr.med.harvard.edu/sgRNAScorerV2/)13 ou alternativas, tais como a ferramenta de projeto de amplo sgRNA (http://portals.broadinstitute.org/gpp/public/analysis-tools/ sgrna-design)14 e vários outros15.</li>
		<li>Use o nome de gene, símbolo ou crus sequências de DNA alvo para gerar sequências de gRNA potenciais. Nota: É criado um arquivo de planilha (.csv/.xls) com todos os potenciais gRNAs contra o gene ou a sequência fornecida. A qualidade do potencial gRNAs será relatada como Pontuação se a ferramenta online sgRNA artilheiro 2.0 está sendo usada, ou como % eficiência no alvo se a ferramenta de projeto de amplo sgRNA está sendo usada. Ambas as medidas são derivadas com base na atividade do corte no alvo.</li>
		<li>Considere a atividade fora do alvo na seleção gRNA ao ranking da gRNAs. Nota: Guias ideais são aqueles com a maior eficiência no alvo e a atividade menos fora do alvo. Para a ativação (CRISPRa), gRNAs são projetados para atingir a região de 1-200 bp montante do transcriptional início local (TSS)4,15. De inibição (CRISPRi), gRNAs são projetados para atingir a região de 50 bp montante de TSS até 300 bp a jusante do TSS5. Para desactivar um gene usando Cas9 corte, gRNAs são projetados para atingir os primeiros 10-50% da sequência de codificação a jusante da iniciação codão (como gRNAs visando a extremidade 3' do gene foram mostrados para ser menos eficaz)13.</li>
		<li>Certifique-se de nenhum sites de BsmBI internos estão presentes se oligonucleotídeos estão sendo usados para a clonagem de Golden Gate, pois isso resultará nos oligonucleotides recozidos sendo digerida13.</li>
	</ol></li>
	<li>Selecione as sequências genômicas alvo e remover a 3' NGG PAM (deixando somente a sequência de protospacer) para a modificação de sequência do oligonucleotide gRNA único (por exemplo, iniciando a sequência: CGCGTGCTCTCCCTCATCCAro). Nota: Se utilizar uma folha de cálculo, a fórmula a seguir irá remover 3' NGG: =LEFT(A2,LEN(A2)-3), onde A2 é a célula que contém a sequência de destino e o PAM.<ol>
<li>Acrescente CACCG à extremidade 5' do oligo. Nota: Após ligadura à coluna vertebral de pSB700, essa sequência será composto por extremidade 3' do promotor U6 dirigindo a transcrição da gRNA. A sequência de "CACC" garante que o oligo é compatível com as saliências do vetor digerido BsmBI pSB700. O "G" é um requisito dos promotores da polimerase III e assegura a eficiente iniciação da transcrição da gRNA. Use a seguinte fórmula em uma planilha para realizar esta tarefa: =CONCATENATE("CACCG",(B2)), onde B2 é a célula que contém a sequência de protospacer [por exemplo, adicionando a 5' CACCG de sequências para o protospacer: CACCGCGCGTGCTCTCCCTCATCCA (isto é o oligo frente final solicitado)].</li>
		<li>Crie um complemento reverso (rc) da sequência de protospacer. Nota: por exemplo, o complemento inverso da referida protospacer é TGGATGAGGGAGAGCACGCG.</li>
		<li>Acrescente AAAC à extremidade 5' do protospacer do rc. Acrescente um adicional C à extremidade 3' do protospacer do rc (oligo inverso). Nota: A sequência de "AAAC" garante que o oligo compatível para clonagem em vetor de pSB700 BsmBI-digerido. O "C" adicional na extremidade 3' é necessária para recozer a sequência para o iniciante "G" adicionado à frente oligo. Uso a seguinte fórmula em uma planilha para realizar esta tarefa =CONCATENATE("AAAC",(C2),"C"), onde C2 é a célula que contém a sequência inversa complemento [por exemplo, AAACTGGATGAGGGAGAGCACGCGC (este é o final oligo reverso que é ordenou)].</li>
	</ol></li>
	<li>Encomendar os oligonucleotides, sem modificações adicionais sobre os oligonucleotides.<ol>
<li>Encomendar a quantidade mínima de oligo exigido, como apenas pequenas quantidades são necessárias para as reações de clonagem.</li>
	</ol></li>
	<li>Dilua o liofilizado primers para uma concentração final de 100 μM em tampão TE (Tris-Cl de 10 mM, pH 7,5 com 1 mM de EDTA) 1x.</li>
	<li>Alíquotas 1:1 para diante e reversos oligonucleotides (por exemplo, 10 μL cada) para tubos de PCR tira-cap. Nota: Isto irá permitir a clonagem rápida de muitos gRNAs de cada vez usando uma pipeta multicanal.<ol>
<li>Vórtice e spin para baixo as misturas de oligo (100 x g durante 15 s). Incube a reação à temperatura ambiente por 5 min antes de configurar a ligadura. Nota: Não é necessário aquecer e depois refresque-as misturas de oligo para facilitar seu recozimento. É interessante notar que 3-4 pares de oligonucleotídeos gRNA podem ser agrupados e recozidos em uma única reação (por exemplo, mistura 3 μL de para a frente e 3 μL de reverter oligonucleotides juntas de até 4 pares de oligo gRNA, dando um volume total de 24 μL). O volume dos oligonucleotides usado para recozimento pode ser ajustado para acomodar as necessidades do usuário. Nota: Passos 6-7.3 descrevem a pré-digestão de pSB700. Para um método alternativo, consulte a etapa 8, que descreve uma ligadura de restrição de BsmBI passo a passo.</li>
	</ol></li>
	<li>Digerir a 15 μg do vetor de expressão guia selecionado pSB700 com BsmBI (0,5 μL por 1 μg) para 1 h, a 55 ° C15. Realizar a digestão do vetor de expressão de gRNA de pSB700 em um volume total de 40 μL (tabela 1).<ol>
<li>Execute os produtos de digestão em gel de agarose de baixo ponto de fusão de 1,5% (wt/vol).</li>
		<li>Cortar a banda de espinha dorsal do vetor digerido que corresponde a um fragmento de ~ 9 kb de tamanho e coloque a fatia de gel em um tubo de microcentrifugadora de 1,5 mL (Figura 1).</li>
		<li>Use um kit de purificação de gel de comercial para extrair o DNA do gel do agarose de acordo com as instruções do fabricante.</li>
		<li>Eluir o DNA em 10-15 μL de tampão TE (10 mM Tris, pH 7,5; 10 mM Tris, pH 8.0) para obter um concentrado eluato.</li>
	</ol></li>
	<li>Ligam os oligonucleotides recozido gRNA da etapa 4 para o vetor de expressão de guia de pSB700 BsmBI-digerido em uma reação de 20 μL (tabela 2) para a clonagem dos oligonucleotides a gRNA para o vetor de expressão pSB700 pré-digerida.<ol>
<li>Primeiro, adicione água, buffer e DNA, em seguida, a mistura de vórtice e adicionar enzima, vórtice 1 vez final após a adição da enzima e spin-down a solução (100 x g durante 15 s). Incube as reações à temperatura ambiente durante a noite.</li>
		<li>Incluem uma reação não-inserção de controlo negativo que tem um vetor digerido BsmBI sozinho, sem uma inserção de oligo gRNA recozido. 1 μL de água pode ser usado no lugar do 1 μL de oligonucleotides gRNA para o controle negativo não-inserção.</li>
		<li>Prossiga para a transformação (etapa 9). Nota: O passo 8 é um método alternativo para a pré-digestão de pSB700 como descrito nos passos 6-7.3.</li>
	</ol></li>
	<li>Introduza o vetor de pSB700 através do uso de Golden Gate clonagem para a ligadura de restrição de BsmBI passo a passo, gRNA oligonucleotides (descritos nas etapas 1-5.1).<ol>
<li>Montar o mestre mix (1x) — se gRNAs múltiplos estão sendo clonados, preparar a mistura de mestre sem os oligonucleotides inserir adicionados (tabela 3). Alíquota do mestre misturar em cadeia da polimerase e usar uma pipeta multicanal para adicionar os oligonucleotides gRNA da etapa 4.2. Inclua um controle de não-inserção usando 1 μL de água.</li>
		<li>Incluindo a enzima BsmBI e T4 DNA ligase dentro a mesma reação, digestão de restrição simultânea e ligadura são alcançados (i.e., clonagem de Golden Gate). Use o seguinte protocolo de portão simples para digerir o vetor e ligate as inserções em 1 reação: manter a reação a 37 ° C por 2 h, a 50 ° C durante 10 minutos, a 65 ° C por 15 min, a 80 ° C por 15 min e finalmente , segure a 4 ° C.<ol>
<li>Digno de nota, verifique se os oligonucleotides não contêm BsmBI sites antes de utilizar este método. Se o gRNAs que estão sendo clonados conter sítios de restrição BsmBI, vai ser digeridas mediante a adição de BsmBI. Isto impedirá o usuário de obtenção de qualquer transformants.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Após a reação inicial do portão simples, adicionar um adicionais 0,5 μL da enzima BsmBI para cada reação e colocá-los de volta a 55 ° C, durante 1 h. Após a digestão, mantenha a reação a 4 ° C ou congelá-lo até que esteja pronto para transformar. Esta segunda rodada de incubação da enzima de restrição remove qualquer não digerido ou religated pSB700 do selvagem-tipo vector espinha dorsal da mistura da reação para que apenas vetores que receberam as inserções de oligo permanecem intactos e renderão transformants.</li>
		<li>Prossiga para a transformação (etapa 9).</li>
	</ol></li>
	<li>Transformar 0,5 μL da mistura de reação em 8 μL de e. coli competente [por exemplo, NEB DH5a (1-3 x 109 UFC / µ g de DNA pUC19) ou NEB estável 1 - 3 x 109 UFC / µ g de DNA de pUC19). Para Lentivirus plasmídeos, células NEB estável irão fornecer mais consistente do plasmídeo de rendimentos.<ol>
<li>Remover Escherichia coli de armazenamento a-80 ° C e derretê-lo no gelo por 5-10 min.</li>
		<li>Adicionar 0,5 μL da mistura de reação para 8 μL de competentes de Escherichia coli e manter a mistura no gelo por 30 min.</li>
		<li>Calor de choque a mistura a 42 ° C por 45 s.</li>
		<li>Apoie-o no gelo por 2 min.</li>
		<li>Recupere a cultura em um agitador rotativo para 1 h a 37 ° C para NEB DH5a e a 30 ° C para estábulos NEB em 250 μL da mídia SOC.</li>
		<li>Placa de 80 μL da cultura em uma resistência aos antibióticos apropriada placa lisogenia caldo (LB) e incube-lo durante a noite a 37 ° C para NEB DH5a e a 30 ° C para estábulos NEB [por exemplo, pSB700 é banhado em LB com placas de ampicilina (100 μg/mL)] (Figura 3).</li>
	</ol></li>
	<li>Validar a sequência do plasmídeo de expressão gRNA: verificar a sequência de cada colônia por Sanger sequenciamento utilizando a cartilha 5'-GAGGGCCTATTTCCCATGATTCC-3' que primos no promotor U6 montante do oligo gRNA inserir.<ol>
<li>Escolha 2-3 colônias por reação de sequenciamento (tabela 4). Nota: Vários provedores de sequenciamento agora a oferta de serviços que podem realizar Sanger sequenciando diretamente de colônias bacterianas, o que reduz bastante o tempo e os custos, eliminando a necessidade de purificar os plasmideos antes de sequenciamento. Alternativamente, um kit de isolamento de plasmídeo pode ser usado para recuperar o DNA do plasmídeo bacterianos clones individuais. Plasmídeos purificados em seguida podem ser apresentados para sequenciamento. Se for realizada uma reação de ligadura em pool, use tabela 4 como um guia para o número de colônias que deve ser selecionado e enviado para o sequenciamento.</li>
		<li>Após a confirmação da sequência, isole o plasmídeo de expressão gRNA.<ol>
<li>Use uma ponta de pipeta estéril para inocular a colônia desejada em uma cultura de 5 mL de meio LB contendo 100 μg/mL de ampicilina para vetores da expressão pSB700.</li>
			<li>Crescem as células em uma incubadora rotativa a 100 rpm a 37 ° C durante a noite (30 ° C se NEB estábulos estão sendo usados).</li>
			<li>Isole o plasmídeo de DNA das culturas usando um kit de preparação do plasmídeo, seguindo o protocolo do fabricante. Nota: Enquanto os métodos acima permitem aos usuários criar vetores contendo gRNA único, este protocolo permite aos utilizadores criar vetores que contenham 2 gRNAs, cada uma conduzida pelo próprio promotor III RNA polimerase.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Para um design de gRNA emparelhados, use o arquivo de saída das ferramentas de design de sgRNA descritos acima (etapas 1,1-1,4) e selecione 2 guias turísticos.<ol>
<li>Para uma ativação ou repressão, selecionar os pares de guias que são pelo menos 30 nt distante.</li>
		<li>Para gRNAs usada para o corte, selecione guias que 2 exões diferentes dentro do gene-alvo.</li>
	</ol></li>
	<li>Para as instruções abaixo, designe a gRNA primeiro na matriz gRNA-A e o segundo gRNA na matriz gRNA-B, para criar uma modificação de sequência do oligonucleotide gRNA emparelhados. Nota: O oligo usado para criar gRNA-A será chamado fA, e o reverso oligo usado para introduzir a gRNA-B será referido como rB. O método de clonagem abaixo automaticamente acrescenta um G iniciando na extremidade 5' de cada um do gRNAs.<ol>
<li>Crie o oligo fA apropriado como segue. Nota: Os 20 nucleotídeos compreendendo a gRNA segmentação sequência para gRNA-A vontade constituem a sequência de fA inicial sobre os quais as etapas a seguir irão construir (por exemplo, protospacer - aggggctacaccactcattg).<ol>
<li>Acrescente TTTTCGTCTCTCACCG à extremidade 5' do fA (por exemplo, da sequência de TTTTCGTCTCTCACCGaggggctacaccactcattg).</li>
			<li>Acrescente GTTTTAGAGCTATGCTGAAAAGCA à extremidade 3' de fA (por exemplo, da sequência de TTTTCGTCTCTCACCGaggggctacaccactcattgGTTTTAGAGCTATGCTGAAAAGCA). Esta é a versão final do oligo fA que será ordenado.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Crie o necessário oligo rB como segue. Nota: Os 20 nucleotídeos que compreende a sequência de direcionamento de gRNA para gRNA-B constituirá a sequência inicial do rB sobre os quais as etapas a seguir irão construir (por exemplo, da partida gtcccctccaccccacagtg de sequência).<ol>
<li>Levar o complemento reverso do rB = (revcom) rB (por exemplo, cactgtggggtggaggggac).</li>
			<li>Acrescentar TTTTCGTCTCTAAAC à extremidade 5' do (revcom) rB (EG., TTTTCGTCTCTAAACcactgtggggtggaggggac).</li>
			<li>Acrescentar CGGTGACCCAGGCGGCGCACAAG à extremidade 3' do (revcom) rB (por exemplo, TTTTCGTCTCTAAACcactgtggggtggaggggacCGGTGACCCAGGCGGCGCACAAG). Esta é a versão final do oligo rB que será ordenado. Nota: as fórmulas a seguir podem ser usadas com software de planilha comum para editar automaticamente as sequências de oligo: = CONCATENATE("TTTTCGTCTCTCACCG",(A2), "GTTTTAGAGCTATGCTGAAAAGCA"), onde A2 é a célula que contém a sequência de fA e = CONCATENATE("TTTTCGTCTCTAAAC",(B2),"CGGTGACCCAGGCGGCGCACAAG"), onde B2 é a célula que contém a sequência de rB (revcom).</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Encomendar os oligonucleotides de um fornecedor de síntese de escolha. Sem modificações adicionais são necessárias.</li>
	<li>Use o ADN do plasmídeo preparado para realizar o PCR com primers tanto fA e rB. Isto irá anexar ambos o avanço e os gRNAs inversa para o fragmento PCR gerados a partir deste plasmídeo e vai permitir que cada um a ser expressa de seu próprio promotor (promotores U6 e 7SK — promotores diferentes são usados neste projeto para impedir recombinação viral).<ol>
<li>Usar o protocolo de PCR Phusion GC especial para criar o fragmento necessário: manter a mistura a 98 ° C por 1 min (1 ciclo), a 98 ° C por 15 s, 53 ° c, durante 15 s, a 65 ° C por 2 min e a 72 ° C por 4 min (30 ciclos) e em seguida Segure a 4 ° C (tabela 5).</li>
		<li>Executar o produto do PCR em um gel de agarose a 1% e verificar que 1 banda é vista no ~ 490 bp (Figura 2).</li>
		<li>Cortar e extrair este produto do PCR usando um kit de extração do gel de escolha. Eluir o DNA em 15 μL de tampão TE (10 mM Tris, pH 7,5; 10 mM Tris, pH 8.0) ou água destilada.</li>
		<li>Medir a concentração do produto extraído juntamente com a do vetor de pSB700 com um espectrofotômetro para o cálculo de molaridade do DNA. Normalize o produto do PCR e o vetor de uma concentração de 40 femtomoles/μL. Nota: Vários sites estão disponíveis para ajudar com o cálculo da molaridade de uma solução de DNA determinada baseada no comprimento do DNA e sua concentração em solução (por exemplo, Promega: http://www.promega.com/a/apps/biomath/index.html?calc=ugpmols). A calculadora usa a fórmula: <img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/57998/57998eq1.jpg"> Aqui, N é o comprimento da sequência de nucleotídeos.</li>
	</ol></li>
	<li>Configure uma reação simultânea restrição de digestão e ligadura usando o protocolo descrito em passos 8-8.4 para clonar o fragmento do PCR em um vetor de pSB700.<ol>
<li>Em vez de adicionar 1 μL de solução de primer para a reação, adicione 1 μL de 40 fmole/μL do produto da PCR. Além disso, use 1 μL do vetor pSB700 na concentração de 40 fmole/μL. Nota: Rácios molares iguais conduzem a resultados consistentes, embora mesmo em casos onde a proporções exatas não são usadas, as colônias podem ser obtidas.</li>
	</ol></li>
	<li>Ao completar o processo de reação de Golden Gate (passos 8-8,4), prossiga para a transformação e a sequência de verificação (etapas 9 - 10.2.3).</li>
</ol>

<ol><li>Gasiunas, G., Barrangou, R., Horvath, P., Siksnys, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cas9-crRNA+ribonucleoprotein+complex+mediates+specific+DNA+cleavage+for+adaptive+immunity+in+bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Cas9-crRNA ribonucleoprotein complex mediates specific DNA cleavage for adaptive immunity in bacteria.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (39), E2579-E2586 (2012).</li>
<li>Jinek, M., Chylinski, K., Fonfara, I., Hauer, M., Doudna, J., Charpentier, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Programmable+Dual-RNA-Guided+DNA+Endonuclease+in+Adaptive+Bacterial+Immunity%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">A Programmable Dual-RNA-Guided DNA Endonuclease in Adaptive Bacterial Immunity.</a> Science. 337 (6096), 816-821 (2012).</li>
<li>Shalem, O., Sanjana, N., Zhang, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+functional+genomics+using+CRISPR-Cas9%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Genetics%22%5BJournal%5D)">High-throughput functional genomics using CRISPR-Cas9.</a> Nature Reviews Genetics. 16 (5), 299-311 (2015).</li>
<li>Chavez, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Highly+efficient+Cas9-mediated+transcriptional+programming%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Highly efficient Cas9-mediated transcriptional programming.</a> Nature Methods. 12 (4), 326-328 (2015).</li>
<li>Gilbert, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CRISPR-Mediated+Modular+RNA-Guided+Regulation+of+Transcription+in+Eukaryotes%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">CRISPR-Mediated Modular RNA-Guided Regulation of Transcription in Eukaryotes.</a> Cell. 154 (2), 442-451 (2013).</li>
<li>Yang, L., Yang, J., Byrne, S., Pan, J., Church, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CRISPR%2FCas9-Directed+Genome+Editing+of+Cultured+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">CRISPR/Cas9-Directed Genome Editing of Cultured Cells.</a> Current Protocols in Molecular Biology. , 31.1.1-31.1.17 (2014).</li>
<li>Yang, L., Mali, P., Kim-Kiselak, C., Church, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CRISPR-Cas-Mediated+Targeted+Genome+Editing+in+Human+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">CRISPR-Cas-Mediated Targeted Genome Editing in Human Cells.</a> Methods in Molecular Biology. 1114, 245-267 (2014).</li>
<li>Vidigal, J., Ventura, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+and+efficient+one-step+generation+of+paired+gRNA+CRISPR-Cas9+libraries%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Rapid and efficient one-step generation of paired gRNA CRISPR-Cas9 libraries.</a> Nature Communications. 6, 8083(2015).</li>
<li>Joung, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome-scale+CRISPR-Cas9+knockout+and+transcriptional+activation+screening%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Genome-scale CRISPR-Cas9 knockout and transcriptional activation screening.</a> Nature Protocols. 12 (4), 828-863 (2017).</li>
<li>Kabadi, A., Ousterout, D., Hilton, I., Gersbach, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiplex+CRISPR%2FCas9-based+genome+engineering+from+a+single+lentiviral+vector%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Research%22%5BJournal%5D)">Multiplex CRISPR/Cas9-based genome engineering from a single lentiviral vector.</a> Nucleic Acids Research. 42 (19), e147(2014).</li>
<li>Sakuma, T., Nishikawa, A., Kume, S., Chayama, K., Yamamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiplex+genome+engineering+in+human+cells+using+all-in-one+CRISPR%2FCas9+vector+system%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Multiplex genome engineering in human cells using all-in-one CRISPR/Cas9 vector system.</a> Scientific Reports. 4 (1), (2014).</li>
<li>Chari, R., Yeo, N., Chavez, A., Church, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((sgRNA+Scorer+2.0%3A+A+Species-Independent+Model+To+Predict+CRISPR%2FCas9+Activity%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Synthetic+Biology%22%5BJournal%5D)">sgRNA Scorer 2.0: A Species-Independent Model To Predict CRISPR/Cas9 Activity.</a> ACS Synthetic Biology. 6 (5), 902-904 (2017).</li>
<li>Doench, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rational+design+of+highly+active+sgRNAs+for+CRISPR-Cas9-mediated+gene+inactivation%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Rational design of highly active sgRNAs for CRISPR-Cas9-mediated gene inactivation.</a> Nature Biotechnology. 32 (12), 1262-1267 (2014).</li>
<li>Konermann, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome-scale+transcriptional+activation+by+an+engineered+CRISPR-Cas9+complex%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Genome-scale transcriptional activation by an engineered CRISPR-Cas9 complex.</a> Nature. 517 (7536), 583-588 (2014).</li>
<li>The CRISPR Software Matchmaker: A New Tool for Choosing the Best CRISPR Software for Your Needs. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://blog.addgene.org/the-crispr-software-matchmaker-a-new-tool-for-choosing-the-best-crispr-software-for-your-needs">http://blog.addgene.org/the-crispr-software-matchmaker-a-new-tool-for-choosing-the-best-crispr-software-for-your-needs</a> (2015).</li>
<li>Engler, C., Marillonnet, S. Golden Gate Cloning. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aEngler%2C+C+%22DNA+Cloning+and+Assembly+Methods%22">DNA Cloning and Assembly Methods</a>. Valla, S., Lale, R. , Humana Press. New York, NY. 119-131 (2013).</li>
<li>Zetsche, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cpf1+Is+a+Single+RNA-Guided+Endonuclease+of+a+Class+2+CRISPR-Cas+System%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Cpf1 Is a Single RNA-Guided Endonuclease of a Class 2 CRISPR-Cas System.</a> Cell. 163 (3), 759-771 (2015).</li>
<li>Abudayyeh, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((C2c2+is+a+single-component+programmable+RNA-guided+RNA-targeting+CRISPR+effector%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">C2c2 is a single-component programmable RNA-guided RNA-targeting CRISPR effector.</a> Science. 353 (6299), (2016).</li>
</ol>

George M. Church tem a equidade nos Editas e Caribou Biosciences, que visam comercializar CRISPR-Cas9 genoma tecnologia de edição (para uma lista completa de divulgação, por favor consulte http://arep.med.harvard.edu/gmc/tech.html).

Uma série de modificações e custo-economia de tempo foram feita para a construção de vetor de expressão gRNA. Um protocolo de restrição e ligadura do passo a passo é descrito assim como um método de construção de vetor de expressão gRNA emparelhados. A expressão gRNA emparelhados é conseguida através de uma amplificação por PCR usando oligonucleotídeos contendo uma sequência de destino gRNA para a frente (n20) e o complemento inverso do outro alvo (n20). Isto então introduz um promotor secundário de RNA Pol III (7SK) bem como uma cauda de sgRNA convencionalmente expressando gRNA único plasmídeo de expressão.
Um design cuidado do oligonucleotide irá garantir um sucesso do PCR para a construção de gRNA emparelhados, bem como uma ligadura pegajoso-final. Após a etapa única restrição e reação da ligadura, a adição de mais BsmBI irão garantir que todos os vetores de expressão sem modificações na reação são cortados. Isto irá reduzir significativamente o plano de fundo sobre a transformação. Utilização de NEB-Stable competentes e. coli e um crescimento a 30 ° C aumenta o rendimento de uma transformação com êxito.
As vantagens que desta técnica tem sobre práticas comuns incluem uma simplificação do processo do oligonucleotide recozimento, uma restrição de etapa única do vetor de expressão de gRNA e a ligadura dos oligonucleotides e a capacidade de utilizar convencional vetores de expressão gRNA único para a expressão de guias emparelhados. Enquanto o protocolo descrito aqui centra-se em um conjunto de vetores de mamíferos, a estratégia geral é de plástico e é aplicável a qualquer organismo, desde que o vetor de gRNA apropriado está disponível. No geral, o protocolo descrito economiza tempo e custos.
No entanto, deve notar-se que o procedimento descrito de compra oligonucleotides individuais não se adapta bem para a geração de bibliotecas contendo milhares de gRNAs. Para o efeito, fontes alternativas de síntese do oligonucleotide como síntese de microplaqueta oligo são recomendadas.
É benéfico incluir um controle de não-inserção quando gRNAs de clonagem. Esta reação pode ser facilmente configurada em paralelo com as reações de interesse e pode ser usada para determinar se uma digestão incompleta do vetor inicial tem contribuído para as colônias observadas no final do procedimento. Além disso, se um dos protocolos acima clonagem falhou devido a uma espinha dorsal de vetor incompletamente digerido ou ligadura pobre eficiência, sugerimos tentar a alternativa de clonagem método descrevemos.
Ao usar a Golden Gate clonagem para digerir o vetor e ligate nos oligonucleotides pequenos dentro de uma única reação simultaneamente, é importante verificar que a gRNA que estão sendo clonados para o vector não tem um site BsmBI dentro dela, como isso vai levar à t gRNA sendo cortado e uma ausência das colônias a transformação.
A gRNA clonagem estratégia que descrevemos permite uma geração rápida e econômica de gRNAs no ~ 10 dólares por guia, com a maior parte dos custos provenientes da síntese do oligonucleotide e a verificação de sequência. Enquanto o método descrito é projetado para permitir que os usuários gerar gRNAs para uso com o SpCas9, o protocolo pode ser facilmente adaptado para uso com Cas9 orthologues ou outras endonucleases guiada por RNA como Cpf1 ou C2C2, com pequenas modificações para o backbone de vetor e o saliência do oligonucleotide sequências de16,17.
O protocolo descrito acima irá fornecer gRNA sequência verificada plasmídeo de expressão em 3-d (começando com oligonucleotídeos adequadamente projetados), que é significativamente mais rápido do que métodos atuais. Isso inclui o projeto de gRNA de 1 h (passos 1-2.3), a diluição e alíquota dos oligonucleotides de 10 min (passos 3-5.1), a digestão e a purificação do vetor de expressão de gRNA de pSB700 de 2 h (passos 6-6.4), a clonagem dos oligonucleotides gRNA em um predi vetor de expressão de gRNA pSB700 Gested durante a noite em temperatura ambiente (passos 7-7,3), a ligadura de restrição de BsmBI de etapa única de 3 h e 40 min (passos 8-8,4), a transformação das 16 h (etapas 9,6-9) e a validação da sequência do plasmídeo de expressão gRNA de 24 h (com a duração dependendo da disponibilidade de sequenciamento sanger e a velocidade após a submissão da colônia bacteriana; etapa 10). O design de gRNA emparelhados e a modificação da sequência leva 1 h (passos 11-13). A gRNA emparelhado PCR leva 3,5 h (passos 14-14,4). A clonagem do fragmento do PCR em um vetor de pSB700 leva 3h e 40 min (passo 15-16).
Os problemas mais prováveis que podem ser enfrentados com este protocolo relacionam ineficiência na Golden Gate montagem e transformação. Inclua um controle de não-inserção durante a Assembleia da Golden Gate para visualizar a eficiência da assembleia. Durante a transformação, o controlo positivo de puc19 irá fornecer um controle de eficiência de transformação. NEB-Stable Escherichia coli deve ser usado para Lentivirus plasmídeos compatíveis e frequentemente exigem até > 16 h a 30 ° C para produzir colônias visíveis.

Proteína associada a CRISPR 9 (Cas9) é uma endonuclease guiada por RNA, que é dirigido para um alvo genômico desejado quando complexado com um pequeno guia apropriadamente projetado RNA (gRNA)1,2. gRNAs compõem uma sequência de 20-nucleotide (o protospacer), que é complementar à sequência alvo genômico. Ao lado do alvo genômico sequência é um 3' protospacer-associado motivo (PAM), que é necessário para Cas9 vinculação. No caso de Streptococcus Pyogenes Cas9 (SpCas9), este tem a sequência NGG. Após a ligação o alvo do DNA, Cas9 cliva os dois filamentos de DNA, estimulando, assim, mecanismos de reparação que podem ser explorados para modificar o locus de interesse. A ativação da não-homóloga propenso fim-adesão (NHEJ) via pode causar a ruptura de um gene alvo. Alternativamente, reparações efectuadas através de uma recombinação homóloga pode estimular a integração específica de uma sequência de DNA desejada se um modelo de doador é fornecido6. Nuclease-mortos Cas9 variantes (dCas9) também podem ser gerado3 por transformando os resíduos dentro Cas9 que são essenciais para a atividade de endonucleolytic. dCas9 continua a ser competentes para ligação de DNA mas não corta seu destino vinculado. Pela fusão de vários domínios efetoras para dCas9 e dirigi-la perto do local de início transcricional de um gene, dCas9 pode ser usado para a indução do gene seletiva ou silenciamento4,5parcial do gene.
Embora incrivelmente poderosa, a capacidade de usar Cas9 para direcionar uma sequência genômica de interesse requer que um usuário primeiro gera uma gRNA exclusivo para o site de destino. Uma variedade de métodos para a construção de gRNA vetores da expressão anteriormente foram descritos, muitas das variável eficiência e custo6,7,8. Stand-Alone amplicons PCR pode ser usado como gRNAs para triagem rápida, passando de entrega do oligonucleotide para transfeccao dentro de algumas horas; no entanto, isto requer Ultramer (mais de 100 bp) oligo síntese, que é caro9. Também é possível comprar gBlocks que são mais rentável do que Ultramers. Como Cas9 rapidamente se tornou um componente integral do kit de ferramentas modernas de biologia molecular, um método simples, barato e altamente eficiente para clonagem de gRNA seria uma bênção para o campo. O método descrito aqui tem sido empregado em nosso grupo e colaboradoras laboratórios para os últimos anos para gerar mais de 2.000 gRNAs exclusivo4.
O método descrito enfoca técnicas para a clonagem de Lentivirus vetores compatíveis contendo uma gRNA único ou no máximo dois gRNAs. Para a geração de plasmídeos contendo mais de dois gRNAs, ou clonar uma biblioteca de gRNAs, abordagens alternativas são recomendadas de11,de10,9,12.

<table><tbody><tr><td>BsmBI</td><td>New England Biolabs</td><td>R0580L</td><td></td></tr><tr><td>T4 DNA ligase</td><td>Enzimática/New England Biolabs</td><td>L6030-LC-L/M0202S</td><td></td></tr><tr><td>Buffer 3.1</td><td>New England Biolabs</td><td>B7203S</td><td></td></tr><tr><td>Adenosina 5'-Trifosfato (ATP)</td><td>New England Biolabs</td><td>P0756S</td><td></td></tr><tr><td>QIAprep spin miniprep kit</td><td>Qiagen</td><td>27104</td><td></td></tr><tr><td>Quimicamente competente E. coli</td><td>New England Biolabs</td><td>C3019l, C2987l ou C3040H</td><td></td></tr><tr><td>Tubos de microcentrífuga padrão, 1,5 mL</td><td>Eppendorf</td><td>0030 125.150</td><td></td></tr><tr><td>Tubos de PCR Axygen 8-Strip</td><td>Termociclador Fischer Scientific</td><td>14-222-250</td><td></td></tr><tr><td>com controle programável de temperatura</td><td>BioRad,1851148</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>UV espectrofotômetro (NanoDrop 2000c)</td><td>Thermo Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pSB700 plasmídeo</td><td>Addgene</td><td>#64046</td><td></td></tr><tr><td>NEB Estável Competente E. coli (Alta Eficiência)</td><td>New England Biolabs</td><td>c3040</td><td></td></tr><tr><td>Caldo de lisogenia (LB)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tampão de ampicilina</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>TE (1 mM EDTA, 10 mM Tris-Cl, pH 7,5)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>plasmídeo pSN007</td><td>Addgene</td><td><a href="https://www.addgene.org/102440/">102440</a></td><td></td></tr></tbody></table>

guia de clonagem de rna para sistemas de mamíferos por crispr

CRISPR Guide RNA Cloning for Mammalian Systems

O referido protocolo descreve métodos simplificados para a geração eficiente e cost-effective de RNAs associados Cas9 guia. Duas estratégias alternativas para clonagem de RNA (gRNA) guia são descritas com base no uso de enzima de restrição do tipo IIS BsmBI em combinação com um conjunto de vetores compatíveis. Fora o acesso aos serviços de sequenciamento Sanger para validar os vetores gerados, nenhum equipamento especial ou reagentes são necessários para além daquelas que são padrão para laboratórios de biologia molecular moderna. O método descrito destina-se principalmente a clonagem uma gRNA único ou um vetor de gRNA-expressando emparelhado de cada vez. Este procedimento não se adapta bem para a geração de bibliotecas contendo milhares de gRNAs. Para o efeito, fontes alternativas de síntese do oligonucleotide como síntese de oligo-chip são recomendadas. Finalmente, enquanto este protocolo centra-se em um conjunto de vetores de mamíferos, a estratégia geral é de plástico e é aplicável a qualquer organismo se o vetor de gRNA apropriado está disponível.

Os métodos descritos no presente protocolo são para a criação de vetores de expressão de qualquer gRNA único ou a pares. Único gRNA expressando vetores pode ser criado por qualquer predigesting o backbone de vetor (Figura 1), seguido por ligando-lo em uma série dos oligonucleotides curtos ou usando o Golden Gate clonagem para digerir simultaneamente a espinha dorsal de vetor e ligá-lo em um série de oligonucleotides curtos em uma única reação. Também é fornecida um método de produzir vetores que contenham 2 gRNAs, cada um movido pelo seu próprio promotor independente, por clonagem de um fragmento de PCR personalizado (Figura 2).
Uma clonagem bem sucedida para qualquer um dos protocolos delineados irá resultar no aparecimento de colônias significativamente mais para transformações com o DNA de inserção adequada do que na placa de controle de não-inserção (Figura 3).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57998/57998fig1.jpg"> Figura 1: A digestão de um vetor de expressão de gRNA pSB700. gel de agarose 1% é usado. Pista 1: pSB700 sem cortes. Pista 2: pSB700 cortar com BsmBI.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57998/57998fig2.jpg"> Figura 2: emparelhado gRNA PCR. gel de agarose 1% é usado. Pista 1: um guia emparelhados PCR fragmento de ~ 490 bp.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57998/57998fig3.jpg"> Figura 3: A clonagem bem sucedida e a transformação de um plasmídeo gRNA. O painel esquerdo mostra um LB e placa de ampicilina com transformada com êxito colônias. O painel direito mostra uma placa de controle de inserção não mostrando nenhum colônias. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57998/57998fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>vetor de expressão pSB700 guia</td>
			<td>1-5 μg</td>
		</tr>
<tr>
<td>NEB Buffer 3.1</td>
			<td>4 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>BsmBI</td>
			<td>1 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>Água destilada</td>
			<td>até 40 μL</td>
		</tr>
<tr>
<td>Volume total</td>
			<td>40 ΜL</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabela 1: A digestão da limitação de um vetor de expressão de gRNA pSB700 com BsmBI.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Oligos gRNA recozido (reação simples ou agrupado)</td>
			<td>1 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>Vetor de expressão BsmBI-digerido pSB700 guia</td>
			<td>1 μL (~ 100-250 ng)</td>
		</tr>
<tr>
<td>10 x T4 DNA Ligase Buffer de reação</td>
			<td>2 μL (1 x concentração final)</td>
		</tr>
<tr>
<td>T4 DNA Ligase</td>
			<td>1 μL (120 unidades)</td>
		</tr>
<tr>
<td>Água destilada</td>
			<td>15 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>Volume total</td>
			<td>20 μl</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabela 2: Uma reação para ligadura de oligonucleotides gRNA em um vetor de expressão de gRNA pSB700 pré-digeridas.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Reagente</td>
			<td>Volume (1x)</td>
		</tr>
<tr>
<td>H2O</td>
			<td>6 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>T4 Ligase</td>
			<td>0,5 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>ATP</td>
			<td>1 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>BsmBI</td>
			<td>0,5 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>NEB Buffer 3.1</td>
			<td>1 ΜL</td>
		</tr>
<tr>
<td>Vetor (por exemplo, pSB700) (40 fmol)</td>
			<td>1 μlL</td>
		</tr>
<tr>
<td>Insira - o para a frente e reverter os oligos ou fragmento de PCR para guia duplo (40fmol)</td>
			<td>1 μL (0,5 μL para a frente e reverso 0,5 μL)</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabela 3: Uma restrição de BsmBI passo a passo e reação de ligadura gRNA se misturam.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Para 1 guia</td>
			<td>colônias de sequência 3</td>
		</tr>
<tr>
<td>Para 2 guias</td>
			<td>sequência de 5 a 10 colônias</td>
		</tr>
<tr>
<td>Para 3 guias</td>
			<td>sequência de colônias de 10-15</td>
		</tr>
<tr>
<td>Para 4 guias</td>
			<td>sequência de colônias de 15-20</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabela 4: O número recomendado de colônias de sequência para pool gRNA clonagem reações.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Componente PCR</td>
			<td>Reação de 50 µ l</td>
		</tr>
<tr>
<td>10 µM Primer para a frente</td>
			<td>2,5 Μ l</td>
		</tr>
<tr>
<td>10 µM Primer reverso</td>
			<td>2,5 Μ l</td>
		</tr>
<tr>
<td>5 x Phusion HF ou Buffer de GC</td>
			<td>10 Μ l</td>
		</tr>
<tr>
<td>dNTPs 10 mM</td>
			<td>1 Μ l</td>
		</tr>
<tr>
<td>Modelo de DNA</td>
			<td>100 ng</td>
		</tr>
<tr>
<td>Phusion DNA polimerase</td>
			<td>0,5 Μ l</td>
		</tr>
<tr>
<td>Água livre de nuclease</td>
			<td>Até 50 µ l</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabela 5: Uma mistura PCR gRNA emparelhados.

Aqui, um simples, eficiente e cost-effective método de clonagem de sgRNA é descrito.

Guia de Clonagem de RNA para Sistemas de Mamíferos por CRISPR

The outlined protocol describes streamlined methods for the efficient and cost-effective generation of Cas9-associated guide RNAs. Two alternative ...

Este método permite facilitar a criação de plasmídeos de expressão RNA guia para experimentos facilitados pelo CRISPR. A principal vantagem desta técnica é que a clonagem pode ser realizada em uma única etapa e rnAs guia emparelhadas podem ser criadas usando plasmídeos de expressão de RNA de guia único. Para iniciar este protocolo, diluir os primers liofilizados no buffer 1X TE para uma concentração final de 100 micromolar.Alíquotar uma quantidade igual de primers dianteiros e invertidos em tubos de tampa de tira PCR. Vórtice para misturar. Em seguida, gire as misturas de oligonucleotídeos guia RNA a 100 vezes G durante 15 segundos.Incubar a reação à temperatura ambiente por cinco minutos antes de configurar a ligadura. Adicione entre um e cinco microgramas do vetor de expressão de guia PSB700 selecionado ao BSNB1 utilizando 0,5 microliters de BSNB1 por um micrograma de vetor. Adicione água destilada até que o volume total seja de 40 microlitadores e conduza a digestão por uma hora a 55 graus Celsius.Execute os produtos de digestão em um gel de agarose de fusão 1,5%. Corte a faixa de espinha dorsal vetorial digerida que corresponde a um fragmento de aproximadamente 9 quilobases de tamanho. Transfira esta fatia de gel para um tubo de microcentrífuga de 1,5 mililitro.Usando um kit comercial de purificação de gel, extraia o DNA do gel de agarose de acordo com as instruções do fabricante. Em seguida, diluir o DNA em 10-15 microliters de tampão de TE para obter um elute concentrado. Quando estiver pronto para realizar a ligadura adicione 15 microliters de água destilada a um frasco.Adicione 1 microliter do guia anteriormente enlatado RNA oligonucleotídeos, um microliter do BSNB1 digestido observador de expressão de guia PSB700 e 2 microliters de 10XT4 DNA ligase tampão de reação. Em seguida, misture esta solução por vórtice. Adicione um microliter de ligase de DNA e vórtice novamente.Gire a solução a 100 vezes G durante 15 segundos. Incubar as reações à temperatura ambiente durante a noite, certificando-se de incluir uma reação de controle negativo sem inserção que tenha um vetor digerido BSNB1 sozinho sem uma inserção de oligote guia rna. Para começar, remova e.coli do armazenamento a menos 80 graus Celsius e descongele-o no gelo por 5 a 10 minutos.Adicione 0,5 microliters da mistura de reação preparada a oito microliters de E.coli competente. Mantenha a mistura no gelo por 30 minutos. Choque térmico da mistura a 42 graus Celsius por 45 segundos.Em seguida, deixe a mistura descansar no gelo por dois minutos. Usando um agitador rotativo, recupere a cultura em 250 microliters de mídia SOC usando as condições listadas aqui para os estábulos NEB DH5a ou NEB. Depois disso, a placa 80 microliters da cultura em uma placa de caldo de resistência a antibióticos apropriada.Incubar durante a noite a 37 graus Celsius para NEB DH5a ou a 30 graus Celsius para os estábulos NEB. Para começar, use o protocolo PCR especial Phusion GC para criar o fragmento necessário conforme descrito no protocolo de texto. Execute este produto PCR em um gel de 1%agarose e verifique se uma banda é vista em aproximadamente 490 pares de base.Usando um kit de extração de gel cortar e extrair este produto PCR. Em seguida, aliquot uma mistura mestre 1X preparada em tubos PCR. Usando uma pipeta multicanal para adicionar um microliter do produto PCR a uma concentração de 40 femtomoles por microliter.Em um microliter do vetor PSB700 adicione uma concentração de 40 femtomoles por microliter. Inclua um controle de não inserção usando um microliter de água em vez dos oligonucleotídeos guia RNA. Digerir o vetor e ligar as pastilhas em uma reação usando o protocolo Golden Gate descrito no protocolo de texto.Após a reação inicial do portão dourado adicione um adicional de 0,5 microliters da enzima BSNB1 a cada reação. Continue a reação a 55 graus Celsius por uma hora. Quando a reação do golden gate estiver completa, proceda ao processo de transformação de E.coli descrito anteriormente.Neste estudo, vetores de expressão de RNA de guia único são criados com sucesso usando dois métodos. No primeiro método, a espinha dorsal vetorial é pré-digerida e ligada em uma série de oligonucleotídeos curtos. O segundo método usou clonagem de golden gate para digerir simultaneamente e ligadurar em uma única reação.Guia emparelhado RNA expressando vetores, cada um impulsionado por seu próprio promotor independente são criados com sucesso clonando um fragmento PCR personalizado. A clonagem bem sucedida para qualquer um desses métodos resultará no aparecimento de significativamente mais colônias para transformações com o DNA de inserção apropriado quando comparado com a placa de controle sem inserção. Ao tentar este procedimento é importante lembrar de não incluir controles de inserção na sua etapa de clonagem.Após este procedimento, outros métodos como a engenharia epigenome podem ser realizados a fim de responder a perguntas como quais efeitos as assinaturas de cromatina têm na expressão genética.

crispr-guide-rna-cloning-for-mammalian-systems

Research

JoVE Journal

Genetics

CRISPR/Cas9 é um sistema robusto para produzir ruptura de genes e elementos genéticos. Aqui descrevemos um protocolo para a criação eficiente de deleções genômicas em linhagens celulares de mamíferos usando CRISPR/Cas9.

Geração de Genomic Eliminações em linhas celulares de mamíferos através CRISPR / Cas9

Um protocolo para rápido CRISPR/Cas9-mediada disrupção do gene no mouse e células hematopoiéticas primárias humanas é descrito neste artigo. Ribonucleoproteínas Cas9-sgRNA são introduzidas através de eletroporação com sgRNAs gerados através da transcrição em vitro e Cas9 comercial. Alta eficiência de edição é obtida com tempo limitado e custo financeiro.

Disrupção do Gene altamente eficiente de células progenitoras hematopoiéticas murino e humano por CRISPR/Cas9

Este protocolo descreve as etapas necessárias para projetar e executar a segmentação multiplexada de realçadores com a proteína de fusão desativação CASCUDO-SID4X-dCas9, também conhecido como interferência de realçador (Enhancer-i). Este protocolo permite a identificação de potenciadores que regulam a expressão gênica e facilita a dissecação das relações entre potenciadores de regulação de um gene alvo comum.

Dissecação do Enhancer função usando interferência Multiplex Enhancer CRISPR-baseado em linhas de células

CRISPR-Cas é uma tecnologia poderosa para projetar os genomas complexos de plantas e animais. Aqui, detalhamos um protocolo eficiente editar o genoma humano usando diferentes endonucleases de Cas. Destacamos importantes considerações e parâmetros de projeto para otimizar a eficiência de edição.

Edição do genoma em linhas de células de mamíferos usando CRISPR-Cas

Aqui, apresentamos um protocolo descrevendo um método simplificado para a geração eficiente de plasmídeos expressando tanto a enzima CRISPR quanto o RNA guia único associado (sgRNAs). A co-transfecção de células mamíferas com este vetor sgRNA/CRISPR e um vetor de repórter de luciferase dupla que examina o reparo de quebra de dois fios permite avaliação da eficiência do nocaute.

Construção de Plasmids CRISPR e Detecção de Eficiência de Nocaute em Células Mamíferas através de um Sistema de Repórteres Dual Luciferase

Este protocolo descreve um fluxo de trabalho de edição de genes de edição de genes (CRISPR) regularmente interespaçado de alto rendimento para análise de rede de clusters microRNA que permite a geração rápida de um painel de linhas celulares geneticamente modificadas carregando combinações únicas de exclusão de membros de cluster miRNA de até 35 kb dentro de um único experimento.

Ferramenta de edição de genes CRISPR para análise de rede de cluster microrna

O protocolo descreve como gerar myoblasts knock-out usando CRISPR/Cas9, desde o design de guide-RNAs até a clonagem celular e caracterização dos clones knock-out.

Desenvolvimento de linhas de células musculares knock-out usando edição de genes CRISPR/Cas9 mediados por lentivírus

Aqui, descrevemos uma técnica simples destinada à geração eficiente de camundongos geneticamente modificados chamada CRISPR RNP Electroporation of Zygotes (CRISPR-EZ). Este método fornece reagentes de edição por eletroporação em embriões a uma eficiência próxima de 100%. Este protocolo é eficaz para mutações pontuais, pequenas inserções genômicas e deleções em embriões de mamíferos.

Edição Eficiente do Genoma de Camundongos por Eletroporação CRISPR de Zigotos

A entrega de editores genômicos como RNAs é um meio particularmente potente de modificar os genomas das células primárias e linhagens celulares de mamíferos. O objetivo desse protocolo é entregar editores genômicos como mRNA em células e linhagens celulares primárias de mamíferos, seguido por sequenciamento e análise direcionados da Illumina para quantificar os resultados da edição.

Edição do Genoma em Células Primárias de Mamíferos por Eletroporação do RNA Editor

Aqui, detalhamos o método de equação de S de sorgo de P soralen reticulado, L igado e Híbridos H elegidos (SPLASH), que permite o mapeamento genômico de interações intramoleculares e intermoleculares RNA-RNA in vivo . SPLASH pode ser aplicado para estudar os interactomas de RNA de organismos, incluindo leveduras, bactérias e seres humanos.

Mapeando as Interações RNA-ARN Globalmente Usando Psoraleno Biotinilado

Aprenda a clonar plasmídeos de expressão de sgRNA para experimentos CRISPR em sistemas de mamíferos. Este método simplificado permite a criação de RNAs guia pareados em uma única etapa, facilitando a edição genética.

Guia de Clonagem de RNA para Sistemas de Mamíferos por CRISPR

Explorar mais vídeos