Name: Visualizando o Gatekeeper: Avaliação Baseada em Corante Azul de Evan da Permeabilidade da Barreira Hematoencefálica em Peixe-Zebra Adulto (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-09-30T13:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 49 s
Description: Aprenda a avaliar a integridade da barreira hematoencefálica em peixe-zebra adulto usando o corante azul de Evans. Este protocolo simples e econômico permite análise qualitativa e quantitativa de disfunção neurovascular em modelos de doenças.

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Este protocolo foi seguido e permitido pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) da Universidade Islâmica Internacional da Malásia (IIUM), com referência à aprovação da ética animal (ref. nº: IIUM/504/14/2/IACUC).
1. Prepare a solução de estoque de corante azul Evans
<ol>
	<li>Dissolva 0,1 g de corante EB em 10 mL de solução salina tamponada com fosfato 1x (PBS) para preparar uma solução estoque a 1% (p / v). Misture bem até que o corante esteja completamente dissolvido. CUIDADO: EB é categorizado como cancerígeno Categoria 1B. Evite o contato direto com a pele e os olhos. Use roupas de proteção, luvas, óculos de segurança e um respirador de poeira. Evite inalar poeira e siga as instruções de manuseio do fabricante. Não descarte o corante Evans Blue (sólido ou solução) na pia. Guarde os resíduos em recipientes originais rotulados. Descarte de acordo com os regulamentos nacionais e locais de resíduos perigosos.</li>
	<li>Filtrar a solução com um filtro de seringa de 0,45 μm. Recolher o filtrado para um tubo de centrifugação estéril de 15 ml. Envolva o tubo em papel alumínio e guarde a 4 °C. NOTA: Um filtro de tamanho de poro menor (por exemplo, 0.2 μm) também pode ser usado. A solução estoque pode ser armazenada a 4 °C por até duas semanas, ou a -20 °C por até um mês, com alíquotas recomendadas para minimizar ciclos repetidos de congelamento e descongelamento quando armazenadas congeladas.</li>
</ol>
2. Administre o corante Evans Blue ao peixe-zebra adulto
<ol>
	<li>Anaestesie o peixe-zebra por meio de choque hipotérmico, baixando gradualmente a temperatura da água de 12 °C para 7 °C, até que o peixe não responda mais aos estímulos táteis. NOTA: A redução gradual da temperatura pode ser alcançada adicionando pequenas quantidades de gelo picado à água lentamente ao longo de vários minutos, permitindo que a temperatura diminua progressivamente. A imersão em tricaína também é um método anestésico alternativo adequado.</li>
	<li>Injete 20 μL de corante EB a 1% na cavidade intraperitoneal (IP) usando uma seringa de insulina 31 G. Aplique uma leve pressão no local da injeção por 10 s para evitar o refluxo. NOTA: A cavidade intraperitoneal do peixe-zebra está localizada posteriormente à cintura pélvica. Para aumentar a taxa de sucesso da administração de EB, jejue o peixe por 24 horas antes da injeção. Isso esvaziará a cavidade abdominal para fornecer melhor acesso e precisão ao espaço intraperitoneal.</li>
	<li>Transfira o peixe para um tanque de recuperação e deixe recuperar por 30 min. Monitore lesões, mortalidade ou alterações comportamentais. NOTA: Para ajudar o peixe-zebra na recuperação, use uma temperatura da água ligeiramente reduzida (20-24 °C) para o tanque de recuperação para fornecer um efeito anestésico leve e ajudar a anestesiar o potencial desconforto pós-injeção. Os peixes injetados exibirão uma tonalidade azul, indicando uma circulação bem-sucedida do corante (Figura 1).</li>
	<li>Após 30 min, eutanasiar os peixes por meio de choque hipotérmico a 1 °C a 3 °C. Em seguida, decapite o peixe usando uma lâmina estéril ou uma tesoura cirúrgica. NOTA: Para ajudar na dissecção do cérebro mais tarde, deixe carne extra atrás da cabeça ao decapitar.</li>
	<li>Enxágue a cabeça duas vezes em 1x PBS (proporção de 1:20 peixe para PBS) para remover o excesso de sangue e corante EB. NOTA: A lavagem insuficiente pode levar a resultados falso-positivos e comprometer a precisão da análise. Para evitar isso, lave bem o tecido cerebral pelo menos duas vezes com 1x PBS, garantindo que todo o sangue visível e corante de fluxo livre sejam removidos. Se algum corante residual permanecer, uma terceira lavagem é fortemente recomendada.</li>
	<li>Fixe a cabeça em paraformaldeído (PFA) a 4% a 4 ° C durante a noite (proporção de 1:20 peixe para fixador). A agitação não é necessária durante a fixação, pois o pequeno tamanho da cabeça do peixe-zebra e o volume de fixação suficiente permitem uma penetração eficaz em condições estáticas. CUIDADO: O PFA é prejudicial se ingerido, inalado ou em contato com a pele. Preparar a solução de PFA sob uma hotte. Use equipamento de proteção individual adequado e evite a inalação de poeira. Siga todas as diretrizes de segurança de acordo com o fabricante. Trate o PFA como resíduo perigoso. Evite descartá-lo no ralo. Colete e rotule os resíduos em recipientes lacrados e descarte-os de acordo com os regulamentos locais e nacionais.</li>
	<li>Dissecar o cérebro do peixe-zebra<ol>
		<li>Coloque a cabeça fixa em uma placa de Petri limpa e disseque o cérebro conforme descrito anteriormente15, usando uma pinça de ponta pontiaguda. Adicione continuamente 1x PBS gota a gota durante a dissecção para manter o tecido hidratado e evitar o ressecamento.</li>
		<li>Prepare a placa de agarose dissolvendo 1 g de agarose em 100 mL de água destilada. Leve ao micro-ondas até derreter completamente, despeje em uma placa de Petri e deixe solidificar.</li>
		<li>Enxágue o cérebro dissecado duas vezes em dois banhos separados de 1x PBS. Em seguida, coloque o tecido em uma placa de agarose a 1% para reter a umidade e evitar o encolhimento. NOTA: A lavagem insuficiente pode levar a resultados falso-positivos e comprometer a precisão da análise. Para evitar isso, lave bem o tecido cerebral pelo menos duas vezes com 1× PBS, garantindo que todo o sangue visível e corante de fluxo livre sejam removidos. Se algum corante residual permanecer, uma terceira lavagem é fortemente recomendada.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69010/69010fig1.jpg"> 
Figura 1: Comparação da coloração da pele entre um peixe-zebra normal e um peixe-zebra injetado com EB. (A) Peixe-zebra normal exibindo um tom de pele acastanhado típico. (B) Peixe-zebra injetado com EB exibindo uma tonalidade azulada perceptível, indicando circulação sistêmica bem-sucedida do corante. Barra de escala = 1 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69010/69010fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
3. Estabeleça o controle positivo por meio de ferimento por arma branca (SWI)
NOTA: A lesão por arma branca quebra a BHE e permite o extravasamento de EB no local da lesão.
<ol>
	<li>Anestesie o peixe usando o método de choque hipotérmico (consulte a etapa 2.1). Uma vez anestesiado, injetar 20 μL de corante EB a 1% e deixar o peixe recuperar durante 30 minutos, conforme descrito nos passos 2.2 e 2.3.</li>
	<li>Após o período de recuperação de 30 minutos, prepare uma agulha estéril de 31 G conectada a uma seringa de insulina e execute um procedimento de ferimento por arma branca da seguinte forma:<ol>
		<li>Anestesie o peixe novamente.</li>
		<li>Posicione o peixe na vertical em uma superfície plana e fria (por exemplo, pacote de gel de gelo). Insira a agulha em um lado do telencéfalo em um ângulo de 90° a uma profundidade não superior a 1.5 mm (Figura 2). NOTA: Para evitar o contato direto da pele com a bolsa de gel de gelo e evitar possíveis danos à pele, coloque uma camada de gaze ou toalha de papel entre o peixe e a superfície fria (Figura 2). Alternativamente, o peixe pode ser posicionado em uma placa de Petri rasa colocada em cima da bolsa fria para manter o resfriamento sem contato direto. Marque 1,5 mm na agulha para evitar penetração excessiva.</li>
		<li>Transfira o peixe para um tanque de recuperação e deixe recuperar por 30 min.</li>
		<li>Eutanasiar, decapitar, consertar e dissecar o cérebro conforme descrito nas etapas 2.4 a 2.7.</li>
		<li>Para controle negativo, repita as etapas 2.1 a 2.7 usando 20 μL de 1x PBS em vez de corante EB.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69010/69010fig2.jpg"> 
Figura 2: Ferimento por arma branca para controle positivo. (A) Insira brevemente uma agulha 31G no telencéfalo (círculo vermelho) para facilitar a penetração do corante EB no tecido cerebral; Comparação lado a lado de um cérebro não lesionado e um cérebro esfaqueado, (B) vista dorsal do local da facada (círculo vermelho), (C) vista lateral do local da facada. Barra de escala = 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69010/69010fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
4. Análise qualitativa do extravasamento de EB
<ol>
	<li>Observe os tecidos cerebrais dissecados sob um estereomicroscópio. Otimize as configurações de imagem (zoom, balanço de branco, exposição, contraste, etc.) para garantir a consistência.</li>
	<li>Capture imagens usando uma câmera montada no microscópio e salve no . TIFF. NOTA: Use configurações de imagem idênticas para todas as amostras para garantir a validade comparativa.</li>
</ol>
5. Análise quantitativa do extravasamento de EB
<ol>
	<li>Baixe e instale o Fiji (um link para baixar o software está disponível na Tabela de Materiais). Abra a imagem em Fiji.</li>
	<li>Execute a deconvolução de cores clicando em: Imagem &gt; Cor &gt; Deconvolução de Cor &gt; RGB, resultando em três imagens separadas representando tons de vermelho, verde e azul. NOTA: Esta etapa isola a tonalidade azul dos outros componentes de cor, garantindo que apenas a intensidade do corante azul seja medida.</li>
	<li>Ative a imagem do canal azul (geralmente rotulada como "Color_3") clicando na imagem. Converta-o para escala de cinza de 8 bits clicando em: Imagem &gt; Digite &gt; 8 bits. NOTA: A conversão em tons de cinza minimiza os artefatos de cor e aprimora a análise baseada em intensidade.</li>
	<li>Meça a intensidade de cinza da imagem de 8 bits.<ol>
		<li>Defina as medidas selecionando: Analisar &gt; Definir Medidas; selecione Área e Valor médio de cinza.</li>
		<li>Usando a ferramenta de seleção de retângulo, desenhe uma região de interesse (ROI) de tamanho uniforme e meça a intensidade do cinza selecionando Analisar &gt; Medir ou pressionando Ctrl + M. NOTA: O mesmo tamanho de ROI deve ser usado em todas as amostras. As dimensões absolutas do ROI podem variar dependendo da ampliação e resolução da imagem adquirida, portanto, os pesquisadores devem padronizar o tamanho do ROI em seu conjunto de dados para garantir a comparabilidade. Cada pixel na imagem em tons de cinza de 8 bits tem um valor de intensidade que varia de 0 a 255, onde 0 representa preto puro, 255 representa branco puro e valores intermediários representam vários tons de cinza.</li>
		<li>Para reduzir o viés, desenhe de três a cinco ROIs em regiões anatomicamente consistentes do cérebro em todas as amostras. Evite regiões com artefatos ou manchas inconsistentes. NOTA: A consistência do posicionamento pode ser alcançada referenciando marcos anatômicos e garantindo que o posicionamento do ROI seja simétrico entre os grupos experimentais.</li>
		<li>Calcule a média dos valores médios de cinza das ROIs para cada imagem para obter um único valor de intensidade por cérebro. Use essa média para comparação estatística entre os grupos.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Kadry, H., Noorani, B., Cucullo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+blood-brain+barrier+overview+on+structure%2C+function%2C+impairment%2C+and+biomarkers+of+integrity%5BTitle%5D)+AND+%22Fluids+Barriers+CNS%22%5BJournal%5D)">A blood-brain barrier overview on structure, function, impairment, and biomarkers of integrity.</a> Fluids Barriers CNS. 17, 1-24 (2020).</li>
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<li>Yao, L., Xue, X., Yu, P., Ni, Y., Chen, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evans+blue+dye%3A+A+revisit+of+its+applications+in+biomedicine%5BTitle%5D)+AND+%22Contrast+Media+Mol+Imaging%22%5BJournal%5D)">Evans blue dye: A revisit of its applications in biomedicine.</a> Contrast Media Mol Imaging. 2018 (1), 7628037(2018).</li>
<li>Goldim, M. P. S., Della Giustina, A., Petronilho, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+Evans+blue+dye+to+determine+blood-brain+barrier+integrity+in+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Immunol%22%5BJournal%5D)">Using Evans blue dye to determine blood-brain barrier integrity in rodents.</a> Curr Protoc Immunol. 126 (1), e83(2019).</li>
<li>Razali, K., Kumar, J., Mohamed, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterizing+the+adult+zebrafish+model+of+Parkinson%27s+disease%3A+a+systematic+review+of+dynamic+changes+in+behavior+and+physiology+post-MPTP+administration%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Characterizing the adult zebrafish model of Parkinson's disease: a systematic review of dynamic changes in behavior and physiology post-MPTP administration.</a> Front Neurosci. 18, 1432102(2024).</li>
<li>Lopez-Ramirez, M. A., Calvo, C. F., Ristori, E., Thomas, J. L., Nicoli, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+culture+of+adult+zebrafish+brain-derived+neurospheres%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Isolation and culture of adult zebrafish brain-derived neurospheres.</a> J Vis Exp. (108), e53617(2016).</li>
<li>Al-Bachari, S., Naish, J. H., Parker, G. J., Emsley, H. C., Parkes, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood-brain+barrier+leakage+is+increased+in+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Physiol%22%5BJournal%5D)">Blood-brain barrier leakage is increased in Parkinson's disease.</a> Front Physiol. 11, 593026(2020).</li>
<li>Gray, M. T., Woulfe, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Striatal+blood-brain+barrier+permeability+in+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Striatal blood-brain barrier permeability in Parkinson's disease.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 35 (5), 747-750 (2015).</li>
<li>Hourfar, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+%CE%B1-synuclein+aggregates+on+blood-brain+barrier+integrity+in+the+presence+of+neurovascular+unit+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Biol+Macromol%22%5BJournal%5D)">The impact of α-synuclein aggregates on blood-brain barrier integrity in the presence of neurovascular unit cells.</a> Int J Biol Macromol. 229, 305-320 (2023).</li>
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<li>Ravenstijn, P. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+blood-brain+barrier+transport+and+CNS+drug+metabolism+in+diseased+and+control+brain+after+intravenous+L-dopa+in+a+unilateral+rat+model+of+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Fluids+Barriers+CNS%22%5BJournal%5D)">Evaluation of blood-brain barrier transport and CNS drug metabolism in diseased and control brain after intravenous L-dopa in a unilateral rat model of Parkinson's disease.</a> Fluids Barriers CNS. 9, 1-14 (2012).</li>
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<li>Hosseini, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+phenotypic+sex+classification+of+zebrafish+using+machine+learning+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Ecol+Evol%22%5BJournal%5D)">Efficient phenotypic sex classification of zebrafish using machine learning methods.</a> Ecol Evol. 9 (23), 13332-13343 (2019).</li>
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<li>Nishimura, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+a+novel+indoline+derivative+for+in+vivo+fluorescent+imaging+of+blood-brain+barrier+disruption+in+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Chem+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Identification of a novel indoline derivative for in vivo fluorescent imaging of blood-brain barrier disruption in animal models.</a> ACS Chem Neurosci. 4 (8), 1183-1193 (2013).</li>
<li>Schoknecht, K., Eilers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brain-to-blood+transport+of+fluorescein+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Brain-to-blood transport of fluorescein in vitro.</a> Sci Rep. 14 (1), 25572(2024).</li>
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<li>Hamilton, N., Allen, C., Reynolds, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Longitudinal+MRI+brain+studies+in+live+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22NMR+Biomed%22%5BJournal%5D)">Longitudinal MRI brain studies in live adult zebrafish.</a> NMR Biomed. 36 (7), e4891(2023).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Pó de agarose</td><td>Vivantis</td><td>Rolamento PC0701</td><td></td></tr><tr><td>Corante azul de Evan</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E2129</td><td></td></tr><tr><td>Fiji ImageJ</td><td>Institutos Nacionais de Saúde, EUA</td><td></td><td>Link para download: https://imagej.net/software/fiji/downloads</td></tr><tr><td>Câmera para microscópio</td><td>Fornecedor verificado - ShenZhen Hayear Electronics Co., Ltd.</td><td>HY-500M</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldeído (PFA) em pó</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>158127</td><td></td></tr><tr><td>Solução salina tamponada com fosfato (PBS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Pág. 4417</td><td></td></tr><tr><td>Cloreto de sódio (NaCl)</td><td>Produtos químicos HmbG</td><td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>Estereomicroscópio</td><td>Corporação Olympus</td><td>SZ40</td><td></td></tr><tr><td>Unidade de filtro de seringa, 0.45&micro; m</td><td>Merck Millipore&nbsp;</td><td>SLHV004SL</td><td></td></tr></tbody></table>

visualizando o gatekeeper: avaliação baseada em corante azul de evan da permeabilidade da barreira hematoencefálica em peixe-zebra adulto

Visualizing the Gatekeeper: Evan's Blue Dye-Based Assessment of Blood-Brain Barrier Permeability in Adult Zebrafish

Este protocolo foi testado em um modelo de peixe-zebra parkinsoniano. O comprometimento da BHE é um fenômeno bem documentado em pacientes com DP 16,17,18 e em vários modelos animais parkinsonianos 19,20,21. Para investigar a integridade da BBB no modelo parkinsoniano de peixe-zebra adulto, o extravasamento do corante EB para os tecido...

Visualizando o Gatekeeper: Avaliação Baseada em Corante Azul de Evan da Permeabilidade da Barreira Hematoencefálica em Peixe-Zebra Adulto

The Blood-Brain Barrier (BBB) is a semi-permeable interface that maintains central nervous system (CNS) homeostasis by regulating the movement of ...

visualizing-gatekeeper-evan-s-blue-dye-based-assessment-blood-brain

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Nós descrevemos uma medição animal vivo todo quantitativa para a permeabilidade do cérebro de zebrafish embrionário. A técnica de análise da capacidade de retenção de fluido cerebrospinal e moléculas de diferentes pesos moleculares no interior do lúmen do tubo neural e quantifica o seu movimento para fora dos ventrículos. Este método é útil para a determinação de diferenças de permeabilidade epitelial e maturação durante o desenvolvimento e na doença.

Um ensaio para a permeabilidade do neuroepitélio Zebrafish Embryonic

Apresentamos um novo método de microgavagem de larvas de peixe-zebra utilizando equipamentos padrão de microinjeção de embriões e estereomicroscopia. Demonstramos que a microgavagem é uma técnica segura e eficiente, útil para administrar quantidades controladas de diversos materiais diretamente na luz intestinal de larvas de peixe-zebra.

Microgavage de larvas do peixe

Este vídeo demonstra um procedimento para avaliar a ruptura da barreira hematoencefálica em um modelo de camundongo EAE. Corantes fluorescentes de diferentes tamanhos são injetados retroorbitalmente e circulam pelos vasos sanguíneos do cérebro. O corante menor vaza através de lacunas no tecido cerebral, enquanto o corante maior entra apenas se a ruptura for grave, correlacionando-se com a extensão do dano da barreira.

Determinando a ruptura da barreira hematoencefálica usando corantes fluorescentes em um modelo de camundongo EAE

Hemato-encefálica ruptura da barreira auxilia a distribuição de certas drogas para o cérebro. Manitol entregue intra-arterialmente células vizinhas encolhe vasos sanguíneos, a fim de interromper a barreira física.

Modelo de ratos de sangue-cérebro Rompimento de barreira para permitir alvejado Neurovascular Therapeutics

O objetivo do presente estudo foi validar a reprodutibilidade de um modelo in vitro BBB envolvendo um singênico rato co-cultura de células endoteliais e astrócitos. A monocamada de células endoteliais apresentaram alta TEER e baixa permeabilidade LY. Expressão de proteínas TJ específicos, foram avaliadas as respostas funcionais a inflamação e a funcionalidade de transportadores e receptores.

Criação de um<em&gt; In Vitro</em&gt; Modelo de Rato barreira hemato-encefálica (BBB): A Focus on BBB impermeabilidade e Transportes Receptor mediada

Aqui nós apresentamos um ensaio de permeabilidade vascular do cérebro de rato usando injeção intraperitoneal de traçadores fluorescentes, seguido de perfusão que é aplicável aos modelos animais de disfunção da barreira hemato - encefálica. Um hemi-cérebro é usado para avaliar quantitativamente a permeabilidade e o outro para visualização/imunocoloração de traçador. O procedimento leva 5-6 h por 10 ratos.

Na Vivo barreira hemato - encefálica permeabilidade ensaio nos ratos usando fluorescente etiquetado traçadores

A integridade da barreira hematoencefálica é fundamental para a função do sistema nervoso. Na Drosophila melanogaster, a barreira hematoencefálica é formada por células gliais durante a embriogênese tardia. Este protocolo descreve métodos para o ensaio para a formação e a manutenção da barreira do sangue-cérebro em embriões do melanogaster do D. e em larvas do terceiro instar.

Ensaio para a integridade da barreira hematoencefálica na Drosophila melanogaster

Aqui apresentamos um método para a imagem do cérebro embrionário de zebrafish in vivo upto larval e juvenil estágios. Este procedimento microinvasivo, adaptado a partir de abordagens eletrofisiológicas, fornece acesso a detalhes celulares e subcelulares de neurônio maduro e pode ser combinado com estudos optogenéticos e neurofarmaológicos para caracterização da função cerebral e intervenção medicamentosa.

In vivo Imagem de Tecido Cerebral Totalmente Ativo em Larvas de Zebrafish Acordados e Juvenis por Remoção de Crânio e Pele

Este protocolo demonstra a microinjeção de lipopolissacarídeo na região ventricular cerebral em um modelo larval de peixe-zebra para estudar a resposta neuroinflamatória e a neurotoxicidade resultantes.

Microinjeções ventriculares cerebrais de lipopolissacarídeo em peixe-zebra larval para avaliar a neuroinflamação e a neurotoxicidade

Um protocolo é apresentado para avaliar se pequenos EVs (sEVs) isolados de explantes placentários cultivados sob condições hipóxicas (modelando um aspecto da pré-eclâmpsia) rompem a barreira hematoencefálica em camundongos fêmeas adultas não grávidas.

Ruptura da Barreira Hematoencefálica de Camundongos por Pequenas Vesículas Extracelulares de Placentas Humanas Hipóxicas

Um método foi desenvolvido para visualizar o extravasamento de corante devido à quebra da barreira hematoencefálica (BBB), administrando dois corantes fluorescentes a camundongos em diferentes momentos. O uso do glicerol como crioprotetor facilitou a imuno-histoquímica na mesma amostra.

Avaliação da quebra da barreira hematoencefálica em um modelo de camundongo com lesão cerebral traumática leve

Aprenda a avaliar a integridade da barreira hematoencefálica em peixe-zebra adulto usando o corante azul de Evans. Este protocolo simples e econômico permite análise qualitativa e quantitativa de disfunção neurovascular em modelos de doenças.

Visualizando o Gatekeeper: Avaliação Baseada em Corante Azul de Evan da Permeabilidade da Barreira Hematoencefálica em Peixe-Zebra Adulto (Vídeo) | JoVE Journal

Visualizando o Gatekeeper: Avaliação Baseada em Corante Azul de Evan da Permeabilidade da Barreira Hematoencefálica em Peixe-Zebra Adulto

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